Какова связь между цветом и антиоксидантами астаксантина в креветках Vannamei?

 Litopenaeus vannamei, также известная как южноамериканская белая креветка, является крупнейшим в мире культивируемым видом креветок с высокой экономической ценностью [1]. Цвет является важным показателем качества креветок [2-3]. Астаксантин является основным пигментом, влияющим на изменение цвета креветок. 

При повышении температуры нагрева астаксантин высвобождается, что приводит к постепенному покраснению цвета тела креветок [4-5]. В настоящее время качество креветок Vanabin измеряется с помощью колориметрии [7-8], но из-за неправильной формы креветок изменение цвета при нагревании происходит неравномерно, что имеет ряд ограничений, особенно не подходит для непрерывного производства измерения изменения цвета. Система компьютерного зрения (CVS) - это объективный, быстрый, бесконтактный, неинвазивный и непрерывный метод контроля, который может анализировать каждый пиксель всей поверхности продуктов питания и количественно оценивать особенности и дефекты поверхности [9], такие как томаты [10], курица-гриль [11], сом [12] и т.д., но существует меньше исследований по определению цвета и блеска креветок с помощью CVS. Хоссейнпур и другие [13] использовали CVS для анализа изменения цвета креветок в процессе сушки, но метод громоздок: необходимо сегментировать изображение, затем получить его RGB-значение и, наконец, преобразовать в значения L*, a*, b* системы CIE. В настоящее время не существует исследований по использованию CVS для непрерывного определения цвета креветок в процессе нагревания.

 

Астаксантин обладает сильной антиоксидантной способностью, но его структура легко повреждается под воздействием света или тепла[6] . Астаксантин, выделенный из панцирей креветок, обладает способностью к поглощению свободных радикалов в 72 или 220 раз больше, чем аскорбиновая кислота (DPPH или ABTS)[14] . Существует много исследований по астаксантину, извлеченному из отходов креветок, но меньше исследований по астаксантину и его антиоксидантной активности в мясе креветок в процессе нагревания. Существует ли корреляция между изменением цвета креветок, содержанием астаксантина и антиоксидантной активностью при длительном нагревании, требует углубленного изучения. В данном исследовании мы впервые использовали CVS для непрерывного измерения цвета креветок в процессе варки и нагревания, определили параметры CVS и изучили возможность его применения путем корреляционного анализа со значениями цвета, определенными колориметром, с целью обеспечения непрерывного метода измерения для переработки креветок; проанализировали корреляцию между цветом креветок и содержанием астаксантина в процессе варки и нагревания, а также его антиоксидантной активностью in vitro, что обеспечивает теоретическую основу для разработки и контроля качества креветочных продуктов. Мы проанализировали корреляцию между цветом креветок и содержанием астаксантина, а также его антиоксидантной активностью in vitro в процессе варки и нагревания, чтобы обеспечить теоретическую основу для разработки и контроля качества креветочной продукции.

1 Материалы и методы

 

1.1 Материалы

Креветки Vannamei, приобретенные на оптовом рынке Zhanjiang Joyful Marine Aquatic Products (длина тела 14-16 см, масса тела 20-23 г). Стандарт астаксантина (чистота ≥98%) был приобретен у Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd; безводный этанол, сульфат железа, перекись водорода, салициловая кислота и пероксидисульфат калия были аналитически чистыми и приобретены у Shantou Xilong Science and Technology Co; Метанол, ацетонитрил и дихлорметан были приобретены у Thermo Fisher Scientific. DPPH (чистота ≥98%) и ABTS (чистота ≥98%) были приобретены у Aladdin Biotechnology Co.

 

1.2 Инструменты и оборудование

Agilent Semi-Preparative 1200 HPLC, Agilent, США; Multiskan FC Enzyme Labeler, Thermo, США; Спиннинг-метр (N-1100D-WB), Shanghai Ailang Instrument Company Limited; Манометр для продувки азота (MGS-2200H), Tokyo Physical and Chemical Instrument Company Limited; Цифровой волоконно-оптический температурный зонд Opsens, Китай Opsens Digital Fibre Optic Temperature Probe, Shenzhen Opushen Optoelectronic Technology Co., Ltd; Цифровой высокоскоростной диспергирующий гомогенизатор (T25); Измеритель разности цветов (NIKKA MINOLTA CR-20), Konida Minolta Co. Цифровой фотоаппарат (Canon PowerShot G12), Canon Inc. (Япония); 287 стандартных цветовых карт (RAL-D9), Raul Public Company Ltd. (Германия).

 

1.3 Методология

1.3.1 Оценка цветовой корреляции с помощью системы компьютерного зрения и колориметра

 

1.3.1.1 Стандартная предварительная обработка цветных карт  

 Вырежьте стандартные цветные карточки в соответствии с требованиями к измерительной области колориметра и пронумеруйте их соответствующим образом.

 

1.3.1.2 Определение цвета цветовой карты с помощью колориметра   

После прогрева и калибровки колориметра поместите цветные карточки в колориметр в пронумерованном порядке для трех измерений и запишите соответствующие значения L*, a* и b*.

 

1.3.1.3 Определение цвета цветовой карты по CVS  

 Создание CVS: в основном состоит из системы освещения, системы получения изображения и системы обработки изображения [15]. Для освещения использовались две параллельные лампы (длиной 40 см, каждая с равномерно распределенными 120 светодиодными шариками), со световым щитом, который можно было перемещать по раме сарая для гибкого освещения, цветовая температура 5 700 К, индекс цветопередачи (Ra) более 92 %, обе лампы располагались на высоте 40 см над образцом под углом 45° к нему, как стандартная система освещения. Цифровая камера была расположена вертикально на расстоянии 30 см от фона, угол между объективом камеры и осью источника света составлял примерно 45° для съемки диффузных отражений цвета (основная причина диффузных отражений цвета возникает при 45° падающего света) в качестве стандартного условия съемки.

 

Изображения были сделаны на белом фоне со следующими настройками камеры: ручной режим, ISO 400, диафрагма объектива f 4.0, выдержка 1/160, разрешение 2 816 × 1 880 пикселей, без зума, без вспышки, сохранение в формате JPEG. Камера подключается к USB-порту компьютера с программой Adobe Photoshop 2018 через интерфейсный кабель IFC-400PCU для получения изображений непосредственно с компьютера.

 

В программе Adobe Photoshop 2018 откройте обрабатываемое изображение, с помощью инструмента "эллипс" в строке меню выделите анализируемую область, выберите на изображении цветовой режим Lab, а затем на изображении "гистограмма" для просмотра выбранной области в режиме реального времени запишите значение L, значение a, значение b и повторите измерения три раза, чтобы взять среднее значение [16]. Среднее значение было получено путем трехкратного повторения измерений [16].

CVS Измерение значений L, a, b цветовых карт: После прогрева системы освещения в течение 30 минут разместите цветовые карты в центре студии в порядке нумерации, установите камеру вертикально в верхнем проеме студии, сделайте изображения цветовых карт при стандартных условиях съемки и определенных параметрах камеры и сохраните их в виде JPEG для дальнейшего использования. С помощью инструмента "Эллипс" программы Adobe Photoshop 2018 выделите область, измеренную колориметром, и в режиме "Лаборатория" извлеките значения L, a и b из изображения, измерьте каждую цветокарту три раза.

 

1.3.2 Изучение изменения цвета креветок "Ваннабин" в процессе нагревания

 

1.3.2.1 Предварительная обработка материала  

 Перед испытанием на нагревание образцы извлекали из сверхнизкотемпературного холодильника -80 °C и размораживали в ледяной воде до тех пор, пока температура в центре креветки не достигала 0 °C. Затем образцы размораживали. Поверхность креветок высушивалась фильтровальной бумагой, температурный зонд вставлялся в центр второго брюшного сегмента образца креветки, и одна креветка помещалась в прозрачный полиэтиленовый пакет с герметичным отверстием.

 

1.3.2.2 Метод нагрева   

Образцы помещали в термостатическую водяную баню при температуре 40, 50, 60, 70, 80, 90 ℃ и нагревали кипячением в отдельном пакете, образцы вынимали в центре образца для достижения температуры водяной бани на 0-й, 3-й, 6-й, 9-й и 12-й минутах соответственно, помещали в герметичный пакет и охлаждали до 0 ℃ в ледяной воде, а поверхность креветок высушивали фильтровальной бумагой для последующего использования. Образцы использовались для анализа корреляции между CVS-измерениями креветок и измерениями колориметра.

 

Образцы помещали в термостатическую водяную баню при температуре 90 ℃ и нагревали кипячением в отдельном мешке в течение 30, 60, 90, 120, 180, 300, 360, 540, 720 с. Три образца вынимали и помещали в герметичный мешок, охлаждали до 0 ℃ ледяной водой, а поверхность креветок высушивали фильтровальной бумагой и откладывали.

1.3.2.3 Измерение цвета L*, a*, b* образцов определяли с помощью колориметра: колориметр калибровали после прогрева и измеряли значения L*, a*, b* второго мышечного сегмента образцов креветок, подвергнутых заморозке.

CVS определение значений L, a, b образцов: После прогрева системы освещения в течение 30 минут образцы, измеренные колориметром, были помещены в центр студии, изображения образцов были сделаны при стандартных условиях съемки и определенных параметрах камеры, изображения были сохранены в виде JPEG, область, измеренная колориметром, была выделена с помощью инструмента эллипс в программе Adobe Photoshop 2018, и значения L, a, b изображений были извлечены с помощью режима Lab. Значения L, a и b изображений были извлечены с помощью режима Lab.

 

1.3.3 Определение содержания астаксантина в Penaeus vannamei в процессе кипячения и нагревания  

Экстракция астаксантина: использовалась методика Hu et al[17] с небольшими изменениями. 2 г образца помещали в центрифужную пробирку объемом 50 мл, добавляли этанол в соотношении масса (г) и объем (мл) 1:7, гомогенизировали при 5 000 об/мин, гомогенизировали в течение 1 мин, хорошо перемешивали и экстрагировали на шейкере с водяной баней 40 ℃ в течение 2 ч. Центрифугирование проводили при 8 000 об/мин при 4 ℃ в течение 5 мин, собирали супернатант, осадок экстрагировали три раза в соответствии с вышеуказанными шагами до бесцветного образца, затем объединяли супернатант. Для того чтобы астаксантин не разрушался, температура процесса экстракции контролировалась на уровне около 4 ℃. Поместите надосадочную жидкость в бутылку из коричневого стекла и храните ее в герметичном месте, вращайте и выпаривайте образец, а затем повторно растворите его в 10 мл безводного этанола. Отберите 5 мл неочищенного экстракта в пробирку, добавьте 1 мл 0,02 моль/л этанольного раствора NaOH, хорошо перемешайте и продуйте азотом, пока общий объем не составит 5 мл, затем поместите в 4 ℃ и оставьте стоять в течение 12 ч при слабом освещении, чтобы получить экстракт астаксантина. Экстракт фильтровали через мембрану с размером пор 0,22 мкм и затем анализировали методом высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ).

 

Определение стандартной кривой астаксантина: 2,5 мг стандартного астаксантина (≥98%) точно взвешивали, растворяли в безводном этаноле и фиксировали до 25 мл, концентрация астаксантина составляла 2, 4, 6, 8, 10, 12 мкг/мл, оптическую плотность измеряли при 474 нм. Стандартная кривая была построена как y= 50,713 x + 10,23, R² = 0,999 9 с концентрацией астаксантина в качестве горизонтальной координаты и площадью пика в качестве вертикальной координаты.

 

Условия ВЭЖХ: хроматографическая колонка представляла собой обращенно-фазовую колонку C18 (Agilent Technologies, ZORBAX, 4,6 мм × 250 мм, 5 мкм), подвижная фаза - ацетонитрил/метанол/дихлорметан (80∶15∶5, в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в/в). Длина волны обнаружения составляла 474 нм, а температура колонки - 25 ℃.

 

1.3.4 Определение антиоксидантной активности in vitro  

Определение способности DPPH к поглощению свободных радикалов: См. метод Liu Han et al[18] с небольшими изменениями. Стандарт DPPH был точно взвешен, а этанольный раствор DPPH был приготовлен с помощью безводного этанола в концентрации 0,2 ммоль/л. Для определения 100 мкл этанольного раствора DPPH добавляли в 96-луночный планшет. Для измерения в 96-луночный планшет добавляли 100 мкл этанольного раствора DPPH, затем добавляли 100 мкл раствора образца и измеряли оптическую плотность Di при 517 нм при комнатной температуре в течение 30 мин в темноте, а оптическую плотность Dj при 517 нм измеряли одновременно с 100 мкл раствора образца + 100 мкл раствора этанола. Также измеряли оптическую плотность D0 100 мкл раствора DPPH + 100 мкл раствора этанола при 517 нм и рассчитывали скорость поглощения свободных радикалов DPPH по следующей формуле:

Уменьшение количества свободных радикалов DPPH (%) = [1 - (Di-Dj)/ D0].

 

Определение поглощающей способности ABTS к свободным радикалам: использовали метод Pu et al[19] с небольшими изменениями. Приготовление резервного раствора ABTS: 5 мл 7 ммоль/л ABTS и 88 мкл 140 ммоль/л персульфата калия смешивали и выдерживали в течение 12 ч при комнатной температуре, защищенной от света, а затем разбавляли безводным этанолом до оптической плотности при 30 ℃ и 734 нм 0,70 ± 0,02. Для измерения 100 мкл рабочего раствора ABTS вносили в 96-луночный планшет, а затем добавляли 100 мкл раствора образца. Для измерения в 96-луночный планшет добавляли 100 мкл рабочего раствора ABTS, затем добавляли 100 мкл раствора образца, встряхивали и перемешивали, а затем измеряли оптическую плотность Dt при 734 нм через 10 мин. Пустая оптическая плотность D0 составляла 100 мкл рабочего раствора ABTS + 100 мкл безводного этанола, а 100 мкл раствора образца + 100 мкл безводного этанола использовали для определения поглощения оптической плотности Dr. Скорость радикального поглощения ABTS рассчитывали по следующей формуле:

Скорость поглощения свободных радикалов ABTS (%) = [1 - (Dt - Dr)/ D0].

Определение способности к поглощению гидроксильных радикалов: 50 мкл образца помещают в 96-луночный планшет, затем добавляют 50 мкл 6 моль/л раствора FeSO4 и 100 мкл 6 моль/л раствора H2O2, хорошо встряхивают в течение 10 мин, затем добавляют 50 мкл 6 моль/л этанольного раствора салициловой кислоты и оставляют на 30 мин при комнатной температуре, защищенной от света, а затем определяют оптическую плотность при 510 нм, Dj; заменяют салициловую кислоту водой и определяют оптическую плотность Dj таким же образом; D0 - холостой контроль. Оптическая плотность Dj измерялась при 510 нм; замените салициловую кислоту водой, и оптическая плотность Dj измерялась таким же образом; D0 использовался в качестве холостого контроля. Скорость поглощения гидроксильных радикалов рассчитывали по следующей формуле:

Уменьшение влияния гидроксильных радикалов (%) = [1 - (Di-Dj)/ D0].

 

1.4 Обработка данных

Три образца были взяты в качестве группы, и измерения повторялись три раза для каждого образца. Данные выражались как "среднее ± стандартное отклонение", анализ значимости проводился с помощью JMP, при этом P < 0,05 указывало на значительную разницу; коэффициент корреляции r рассчитывался с помощью функции correl в excel, и чем ближе r было к 1, тем сильнее была корреляция. Коэффициент корреляции r рассчитывался с помощью функции корреляции в excel, и чем ближе r было к 1, тем сильнее была корреляция.

 

2 Результаты и анализ

2.1 Цветовая корреляция CVS со стандартными цветными картами, измеренная колориметром

L, a, b и L*, a*, b* были измерены с помощью CVS и колориметра на 287 цветных образцах, после чего данные были подвергнуты линейному регрессионному анализу, результаты которого представлены на рис. 1. Построение регрессионной модели:

L* = 0,5605 L - 11,90 с R2 0,93 , a* = 0,8796 a - 112,17 с R2 0,91 и b* = 0,8784 b - 115,25 с R2 0,96.

 

Видно, что существует значительная линейная корреляция (p < 0,05) между CVS и колориметром при измерении однородных образцов цвета, причем корреляция высокая, что говорит о том, что CVS можно использовать вместо колориметра для определения цвета веществ. Система CVS и ее параметры были успешно установлены, т.е. две параллельные лампы (длиной 40 см, каждая со 120 светодиодными шариками, равномерно распределенными), освещающие студию 40 см, со световым щитом, который можно перемещать на раме студии для обеспечения гибкого освещения, цветовая температура 5700 К, индекс цветопередачи (Ra) более 92%, и обе лампы расположены на высоте 40 см над образцом под углом 45° к образцу, как стандартная система освещения. Обе лампы располагались на высоте 40 см над образцом и под углом 45° к нему в качестве стандартной системы освещения. Цифровая камера была расположена вертикально на расстоянии 30 см от фоновой пластины, угол между объективом камеры и осью источника света составлял около 45°, фон был белым, камера была установлена в ручной режим, ISO: 400, диафрагма объектива f - 4,0, выдержка - 1/160, разрешение - 2 816 × 1 880 пикселей, без зума, без вспышки. Те же условия можно использовать для измерения веществ с однородным цветом.

 

Креветки Vannamei меняют цвет при нагревании неравномерно, поэтому для определения изменения цвета креветок Vannamei при нагревании необходимо исследовать способность CVS обнаруживать постоянное изменение цвета.

 

2.2 Корреляция между CVS и измерениями цвета креветок с помощью цветомера

L, a, b были измерены методом CVS на креветках Vanabin во время варки и нагревания, а L*, a*, b* были измерены колориметром на 90 группах креветок Vanabin во время нагревания, и был проведен корреляционный анализ между данными L, a, b и L*, a*, b*. Результаты представлены на рис. 2, и была построена регрессионная модель:

L* = 0,3762 L + 4,1973 с R2 0,817 4, a* = 1,1582 a - 146,23 с R2 0,966 0, и b* = 0,6798 b - 84,71 с R2 0,955 5.

 

Результаты показали, что при измерении цвета образцов креветок из Ванабина линейность между значениями L, a и b по CVS и значениями L*, a* и b* по колориметру значительно коррелировали (P < 0,05), и CVS можно использовать вместо колориметра для определения цветовых различий образцов. Корреляция между L и a была немного ниже, чем между a и b, что может быть связано с денатурацией белков креветок и вымыванием воды из креветок в процессе нагревания, что привело к отражениям в измерениях. Это может быть связано с денатурацией белков креветок в процессе нагревания и растворением воды в теле, что привело к появлению отражений при измерении. Корреляция между значениями цвета колориметра и CVS показывает, что CVS можно использовать для непрерывного определения цвета. Однако, поскольку цвет креветок значительно изменяется в процессе повышения температуры в реальном производственном процессе, необходимо дальнейшее изучение изменений цвета и астаксантина в процессе повышения температуры.

 

2.3 Изменение цвета Penaeus vannamei при нагревании в кипящей воде

Как видно на рис. 3, водяная баня с температурой 90 ℃ нагревалась в течение 720 с. До 300 с значения L, a и b увеличивались с увеличением времени нагрева, демонстрируя тенденцию к росту. Когда время нагрева составляло 30 с и 60 с, центральная температура креветок достигала 13,9 ℃ и 37,5 ℃; когда время нагрева составляло 90 с, центральная температура креветок составляла 49,7 ℃, что превышало температуру начала денатурации астаксантина при 45 ℃, и в это время астаксантин уже начал денатурировать.

 

Когда время нагрева составило 300 с, температура центра креветки уже достигла 84,5 ℃, с увеличением времени нагрева температура центра креветки Vannamei постепенно увеличивалась, что привело к постепенной тепловой денатурации астаксантина. По мере повышения температуры степень денатурации увеличивалась, высвобождение астаксантина увеличивалось, креветки становились красными, желтыми, а степень изменения постепенно увеличивалась. Когда время нагрева превышает 300 с, с увеличением времени нагрева, скорость увеличения температуры в центре креветки постепенно замедляется, 360 с, центральная температура выросла с 74,1 ℃ до 87 ℃, 540 с после постепенной стабилизации, в это время, астаксантин белок был полностью денатурирован. С увеличением времени нагрева значения a, b существенно не изменились (P > 0,05); значение L с увеличением времени нагрева показало тенденцию к снижению, но общая тенденция изменения не является значительной. Это объясняется деградацией астаксантина с увеличением времени нагрева в Litopenaeus vannamei, что также связано с миграцией внутриклеточной и внеклеточной воды, сокращением и денатурацией мышечных белков[20]. Дун Чжицзянь и др.[21] также обнаружили, что значения L*, a* и b* креветок увеличиваются с увеличением времени варки до 360 с. После 360 с значения L*, a* и b* стабилизируются, и тенденция изменения не является значительной.

 

2.4 Изменение содержания астаксантина в Penaeus vannamei в процессе кипячения и нагревания

Как показано на рис. 4, содержание астаксантина постепенно увеличивалось, а затем уменьшалось с увеличением времени нагрева и достигло максимума 19,87 мкг/г при 300 с. После этого содержание астаксантина уменьшилось. Увеличение содержания астаксантина после нагревания связано в основном с тем, что астаксантин в теле креветок соединен с белком, и белок денатурируется после нагревания, высвобождая больше астаксантина; а снижение может быть связано с окислительной деградацией астаксантина во время нагревания и потерей астаксантина с водой [22]. Цай Яньпин и другие [23] обнаружили, что содержание астаксантина в креветках увеличивается, а затем уменьшается с увеличением времени нагрева в процессе приготовления, что согласуется с результатами настоящего исследования. Согласно рис. 3, до 300 с содержание астаксантина и значения L, a и b имели тенденцию к увеличению с увеличением времени нагрева, что было вызвано высвобождением астаксантина; при 300 с значения L, a и b и содержание астаксантина достигли максимального значения; а после 300 с значения a и L и астаксантина имели тенденцию к уменьшению, что указывает на то, что изменение цвета креветок коррелировало с содержанием астаксантина, что согласуется с результатами Niamnuy et al. Это согласуется с выводами Niamnuy et al [24].

 

2.5 Изменение антиоксидантной активности Penaeus vannamei in vitro при нагревании в воде

Как показано на рис. 5, способность астаксантина устранять радикалы DPPH, гидроксильные радикалы и свободные радикалы ABTS в креветках Vanabin выше, причем способность астаксантина устранять радикалы DPPH постепенно увеличивается с увеличением времени нагрева, в то время как способность астаксантина устранять гидроксильные радикалы и свободные радикалы ABTS сначала увеличивается, а затем остается стабильной. Степень поглощения радикалов DPPH астаксантином в свежих креветках составляла 47,84%, а при нагревании до 720 с степень поглощения радикалов DPPH увеличивалась до 70,41%. Способность астаксантина поглощать радикалы DPPH увеличивалась, даже если содержание астаксантина снижалось после 300 с. Причина может заключаться в том, что структура астаксантина нарушалась при нагревании, структура астаксантина изомеризовалась, и транс-структура астаксантина преобразовывалась в цис-структуру после нагревания. Транс-структура астаксантина была преобразована в цис-структуру под действием тепла. Ян Шу и другие [6] обнаружили, что после кипячения в течение 15 минут содержание транс-астаксантина снизилось на 51,84 %, в то время как содержание 13-цис-астаксантина увеличилось на 17,59 %, и появился 9-цис-астаксантин, что указывает на то, что транс-астаксантин преобразуется в цис-изомеры после нагревания креветок. Сообщалось, что антиоксидантная активность цис-изомера астаксантина выше, чем у полностью транс-изомера [25]. Астаксантин может почти полностью поглощать гидроксильные радикалы и радикалы ABTS при нагревании в течение 300 с, что совпадает с экспериментальными результатами Чжан Лияо и др[26] .

 

2.6 Корреляция цвета, астаксантина и антиоксидантной активности in vitro Penaeus vannamei в процессе варки и нагревания

Согласно требованиям международного стандарта Codex Alimentarius, креветки следует варить, нагревая центральную температуру продукта до 65 ~ 70 ℃ [27]. В данном исследовании центральная температура креветок Vanabin достигла 84 ℃ при варке в течение 300 с, что соответствовало фактическим требованиям заводского производства. Через 300 с были проанализированы значения L, a, b, содержание астаксантина и скорость поглощения свободных радикалов. Результаты представлены в таблице 1. В процессе нагревания изменения значений L, a и b значительно коррелировали с содержанием астаксантина, скоростью поглощения радикалов DPPH, скоростью поглощения гидроксильных радикалов и скоростью поглощения радикалов ABTS (P < 0,01) и показали положительную корреляцию, причем все эти корреляции увеличивались с увеличением значений L, a и b. Значения L, a и b сильно коррелировали со скоростью поглощения радикалов DPPH (r > 0,9), а также со скоростью поглощения гидроксильных радикалов и содержанием астаксантина (r > 0,7); значения L и b сильно коррелировали со скоростью поглощения радикалов ABTS (r > 0,9); а корреляция между значениями L и a и скоростью поглощения гидроксильных радикалов была низкой.

 

Астаксантин относится к терпеноидным ненасыщенным соединениям, и длинная цепь, содержащая в своей структуре сопряженные двойные связи, обладает определенной цветопередачей, причем с увеличением числа двойных связей длины волн его спектра поглощения постоянно смещаются в видимую область, а наличие гидроксильных групп и карбонильных групп на концах длинной цепи обладает большим электронным эффектом, и он может притягивать свободные радикалы или отдавать электроны свободным радикалам, и обладает сильной антиоксидантной способностью [28]. Изменение оптической плотности, связанное с разрушением длинных цепей, содержащих сопряженные двойные связи, при нагревании, использовалось как метод захвата свободных радикалов для различных каротиноидов [29]. В таблице 1 корреляция между значениями изменения цвета L, a, b и астаксантина была выше 0,8, что указывает на то, что изменение цвета креветок при нагревании связано с содержанием астаксантина, а в креветках есть и другие пигментные вещества, которые также могут оказывать влияние на цвет [30]. В ходе настоящего исследования было установлено, что мясо креветок содержит меньше астаксантина, но при этом сохраняет сильную антиоксидантную активность после нагревания, о чем можно судить по времени нагревания и процессу изменения цвета креветок в зависимости от их антиоксидантного эффекта.

 

3 Заключение

Результаты данного исследования показывают, что CVS и значение цвета мяса креветок, измеренное с помощью измерителя цветовой разницы, линейно коррелируют, что указывает на возможность использования CVS для непрерывного определения цвета креветок, а метод CVS, установленный в данном исследовании, является более простым и удобным, и может быть преобразован в значения цвета непосредственно через программное обеспечение фотошоп, что просто в эксплуатации и легче для популяризации, и это обеспечивает теоретическую основу для развития неразрушающего контроля качества креветок и разработки непрерывного метода тестирования. До 300 с, значения L, a и b увеличивались с увеличением времени нагрева, показывая тенденцию к росту; содержание астаксантина было самым высоким, когда время нагрева составляло 300 с; с увеличением времени нагрева, способность отбрасывать свободные радикалы DPPH была лучше, скорость отбрасывания гидроксильных радикалов и свободных радикалов ABTS имела тенденцию сначала увеличиваться, а затем оставаться стабильной; в течение 300 с, значения цвета значительно коррелировали с астаксантином и скоростью отбрасывания свободных радикалов, все показывая тенденцию к росту. Через 300 с значения цвета значительно коррелировали с астаксантином и скоростью поглощения свободных радикалов, причем оба показателя имели тенденцию к увеличению, что указывает на то, что изменения астаксантина и антиоксидантной активности креветок Vannamei можно определить по цвету в начале нагревания.

 

Ссылки:

[1] WANG Ammonium-Jing, YANG Qi-Hui, TAN Bei-Ping, et al.  Влияние ферментных белков сои на показатели роста, биохимические показатели сыворотки крови, неспецифический иммунитет и устойчивость к заболеваниям молоди креветок Penaeus vannamei[J].  Журнал Гуандунского океанического университета, 2018, 38(1): 14-21.

[2] PAN C, ISHIZAKI S, NAGASHIMA Y, et al. Изоляция и клонирование кДНК нового связанного с красным цветом пигмент-связывающего белка, полученного из панциря креветки Litopenaeus vannamei[J]. Пищевая химия, 2018, 241(15):104-112.

[3] VERHAEGHE T, POUCKE C V, VLAEMYNCK G, et al. Кинетика высвобождения дрозоптерина как индикаторного пигмента для вызванных нагреванием изменений цвета коричневых креветок ( Crangon crangon)[J]. Пищевая химия, 2018, 254(15):359-366

[4] SUN Lu-hao, MAO Wei-jie, ZHANG Wei-hong, et al.  Сравнительный анализ качества креветок Vannamei при различных методах нагрева[J].  Современная пищевая наука и технология, 2018, 34(9): 165-170.

[5] MAO Weijie, ZHU Liyu, SUN Luhao, et al.  Влияние комбинированного микроволнового и инфракрасного нагрева на качество Penaeus vannamei[J].  Journal of Aquatic Sciences , 2020, 44(2): 314-320.

[6] Yang Shu.  Исследование правил изменения соединений астаксантина в южноамериканских белых креветках в процессе хранения и обработки [D].  Циндао: Океанический университет Китая, 2015.

[7] LI D Y, YUAN Z, LIU Z Q, et al. Влияние окисления и реакции Майяра на ухудшение цвета готовых к употреблению креветок во время хранения[J].   LWT- Food Science and Technology, 2020, 131:109696.

[8] XIAO Zhaogeng, CHEN Di, WU Jiangyan, et al.  Влияние различных методов нагрева на качество южноамериканских белых креветок[J].  Журнал ядерного сельского хозяйства, 2019, 33(3): 538-544.

[9] Wang Hongzhu, Cui Yongjie.  Исследование определения цвета томатов на основе компьютерного зрения[J].  Сельскохозяйственные технологии и оборудование, 2017, 325(1): 49-51.

[10] FEDOROV F S, YAQIN A, KRASNIKOV D V, et al. Detecting cooking state of grilled chicken by electronicnose and computer vision techniques[J]. Пищевая химия, 2021, 345(4): 128747.

[11] Cao Leipeng, Fan Yuxia, Huang Yiquun, et al.  Система определения цвета мяса сома на основе компьютерного зрения [J].  Food Science , 2017, 38(15): 135-139.

[12] TAHERI-GARAVAND A, FATAHI S, OMID M, et al. Оценка качества мяса на основе техники компьютерного зрения: обзор - Science Direct[J]. Мясная наука, 2019, 156:183-195.

[13] HOSSEINPOUR S, RAFIEE S, MOHTASEBI S S, et al. Применение техники компьютерного зрения для онлайн-мониторинга изменения цвета креветок во время сушки [J]. Журнал пищевой инженерии, 2013, 115(1):99-114.

[14] DENG J J, MAO H H, FANG W, et al. Энзиматическая конверсия и извлечение белка, хитина и астаксантина из отходов панциря креветки[J].   Journal of Cleaner Production, 2020, 271:122655.

[15] Zhang Zhao.  Исследование метода классификации цвета бамбуковых блоков с помощью компьютерного зрения [D].  Сяньян: Северо-западный университет сельского и лесного хозяйства, 2010.

[16] ZHAO Hui, LEI Yujie, ZHANG Yongdi, et al.  Исследование системы определения цвета полуфабрикатов из мяса на основе компьютерного зрения[J].  Journal of Food Safety and Quality Inspection, 2015, 6(6): 256-261.

[17] HU J X, LU W H, LV M, et al. Экстракция и очистка астаксантина из панцирей креветок и влияние различных методов обработки на его содержание[J]. Revista Brasileira De Farmacognosia, 2019, 29(1):24-29.

[18] Liu Han, Chen Xiaofeng, Liu Xiaojuan, et al.  Антиоксидантные эффекты in vitro различных геометрических конфигураций астаксантина и их защитное действие против окислительного стресса в Cryptomeria japonica[J].  Food Science, 2019, 40(3): 178-185.

[19] XIE P J, HUANG L X, ZHANG C H, et al. Фенольные составы и антиоксидантные характеристики экстрактов листьев и плодов оливы (Olea europaea L.) и их структурно-активные связи[J]. Journal of Functional Foods, 2015, 16:460-471.

[20] GU Sai-Qi, DAI Wang-Li, BAO Rong-Bin, et al.  Влияние процесса варки на качество китайских креветок[J].  Food Science, 2020, 41(2):276-283.

[21] DONG Zhijian, WANG Qingjun, SUN Liping, et al.  Влияние методов термической обработки на содержание астаксантина, аминокислотный состав и состав жирных кислот южноамериканской белой креветки Penaeus vannamei[J]. Food Industry Science and Technology, 2017, 38(23): 14-18; 28.

[22] CHOUBERT G, BACCAUNAUD M. Влияние влажной или сухой тепловой обработки на сохранение каротиноидов и цвет филе радужной форели ( Oncorhynchus mykiss) при кормлении астаксантином или кантаксантином[J].  Пищевая химия, 2010, 119(1):265-269.

[23] Cai Yanping.  Обработка и изменение качества готовых к употреблению креветок из южноамериканской белой креветки [D].  Ханчжоу: Чжэцзянский технологический университет, 2012.

[24] NIAMNUY C, DEVAHASTIN S, SOPONRONNARIT S, et al. Кинетика деградации астаксантина и изменения цвета сушеных креветок во время хранения[J].  Журнал пищевой инженерии, 2008, 87(4): 591-600.

[25] LIU X B, OSAWA T. Цис-астаксантин и особенно 9-цис астаксантин проявляют более высокую антиоксидантную активность in vitro по сравнению с полностью транс-изомером [ J]. Biochemical & Biophysical Research Communications, 2007, 357(1).

187-193.

[26] ZHANG Liyao, ZHANG Huamin, WANG Zhixiang, et al. Влияние света и тепла на стабильность и антиоксидантную активность астаксантина[J].  Влияние света и нагревания на стабильность и антиоксидантные свойства астаксантина[J].  Pharmacological Research , 2018, 37(2): 84-87.

[27] CODEX STAN 92-1981, стандарт на быстрозамороженные креветки или креветки [S]. Продовольственная и сельскохозяйственная организация Объединенных Наций: Всемирная организация здравоохранения, 2014.

[28] Qiang Yu.  Антиоксидантная и противоопухолевая активность каротиноидов in vitro и их конститутивная взаимосвязь[D].  Наньчан: Наньчанский университет, 2020.

[29] GOTO S, KOGURE K, ABE K, et al. Эффективное улавливание радикалов на поверхности и внутри фосфолипидной мембраны ответственно за высокоэффективную антиперекисной активности каротиноида астаксантина[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes, 2001, 1512(2): 251-258.

[30] VERHAEGHE T, VAN POUCKE C, VLAEMYNCK G, et al. Кинетика высвобождения дрозоптерина как индикаторного пигмента для вызванного теплом изменения цвета коричневых креветок ( Crangon crangon)[J].  Пищевая химия, 2018, 254(4):359-366.