Влияние фотопериода на накопление астаксантина в Rhodococcus rainbowensis

 H aematococcus pluvialis относится к филуму Chlorophyceae, классу Chlorophyceae, порядку Polychaeta, семейству Rhodococcaceae, роду Rhodococcus. Эта водоросль широко распространена в природе, и ее жизненная история в основном делится на две стадии: когда условия окружающей среды подходят, клетка водоросли быстро растет и является подвижной клеткой; когда условия окружающей среды неблагоприятны,

водоросль переходит в стадию неподвижной клетки и начинает накапливать астаксантин внутри клетки [1]. R. rainieri - вид с самым высоким содержанием астаксантина из известных на сегодняшний день, особенно в условиях экологического стресса, накапливая его до 6% от сухой массы [2]. Исследования показали, что астаксантин обладает сильной антиоксидантной активностью и считается "супервитамином Е", а также выполняет целый ряд биологических функций, таких как укрепление иммунной функции, подавление развития опухолей, профилактика сердечно-сосудистых заболеваний, сохранение глаз и центральной нервной системы, и поэтому имеет широкий спектр применения в пищевой, косметической, медицинской и фармацевтической промышленности [3 -5]. Поэтому он имеет широкий спектр применения в пищевых добавках, косметике, товарах для здоровья и фармацевтической промышленности[3-5] .

 

В последние годы производство астаксантина Rhodococcus rainbowensis стало одной из горячих точек в области науки о водорослях. Свет является одним из важнейших факторов для роста Rhodococcus rainbowensis, и есть много сообщений о влиянии интенсивности света на рост Rhodococcus rainbowensis и накопление астаксантина [6-10], но о влиянии фотопериода на рост Rhodococcus rainbowensis и накопление астаксантина не сообщалось [11-12]. В данном эксперименте на основе предыдущих исследований было изучено влияние различных фотопериодов на биомассу, содержание астаксантина, содержание малондиальдегида и общую антиоксидантную способность Rhodococcus rainbowensis с целью создания теоретической основы для крупномасштабного культивирования Rhodococcus rainbowensis и крупномасштабного производства и применения астаксантина.

 

1 Материалы и методы

1 . 1 Виды водорослей и условия культивирования

Сырые водоросли были предоставлены Банком пресноводных водорослей (FAB) Института водной биологии Китайской академии наук (CAS). Водоросли в логарифмической фазе роста переносили в треугольные колбы объемом 250 м л (150 м л объема культуральной среды), содержащие среду MAV [13 ] в соответствующей концентрации, а маточный раствор MAV был составлен следующим образом: 100 г KNO3; 10 г KH2 PO3; 10 г FeSO4 ・ 7H2 O 2 .  7H2 O 2 . 5 г; MnSO4 0 . 25 г; EDTA-Na2 10 г; V B1 6 мг; VB12 50 мкг; 1000 м л стерилизованной пресной воды. Культуральная среда была приготовлена из маточного раствора и стерилизованной пресной воды в объемном соотношении 1:1000, pH среды составлял 7,2. pH среды составлял 7,2. Треугольные колбы, инокулированные Rhodococcus rainbowensis, были помещены в световой инкубатор при 5000 лк и (22 ± 1 ) ℃ со следующими фотопериодами: 0L:24D, 4L:20D, 8L:16D, 12L:12D, 16L:8D, 20L:4D и 24L:0D. Для каждого фотопериода было создано три повтора. Период инкубации R. rainbowii составлял 15 д. В течение периода инкубации колбы встряхивали 3~4 раза в день, чтобы предотвратить прилипание клеток к стенкам, а биомассу, содержание астаксантина, малондиальдегида и общую антиоксидантную способность R. rainbowii измеряли в конце 15-дневного периода инкубации.

 

1 .2 Определение биомассы

Плотность клеток подсчитывали микроскопически с помощью гематокритной пластинки. 5 м л водорослевой жидкости помещали в пробирку после хорошего встряхивания, фиксировали 4% глутаральдегидом, затем встряхивали и подсчитывали под микроскопом. Когда количество клеток было большим, их можно было подсчитать после разбавления, и подсчет каждой повторности повторяли 3 раза, и брали среднее значение. Возьмите еще 20 м л водорослевой жидкости, центрифугируйте, отбросьте супернатант, высушите водорослевые клетки в печи при 80 ℃ до постоянной массы, взвесьте массу и рассчитайте сухую массу водорослевых клеток на единицу объема водорослевой жидкости.

 

1 . 3 Определение содержания астаксантина

Содержание астаксантина определяли по методу Имамоглу и др. Центрифугируйте 20 мл сока водорослей и отбросьте надосадочную жидкость. Добавьте 5% KOH и 30% метанола (v/v) к осадку клеток водорослей, чтобы разрушить хлорофилл, и центрифугируйте, чтобы собрать осадок. Добавьте около 3 мл диметилсульфоксида, содержащего небольшое количество уксусной кислоты, в центрифужную пробирку, хорошо встряхните и выдержите при 70 ℃ в течение 5 м ин. Непрерывно встряхивайте пробирку в течение периода выдерживания, центрифугируйте и перенесите супернатант в 10 мл объемную колбу. Повторите экстракцию несколько раз, пока тело водоросли не побелеет, затем центрифугируйте на высокой скорости и сгустите супернатант, собранный один или несколько раз, до 10 м л с диметилсульфоксидом, перенесите 1 м л в другую объемную колбу на 10 м л и сгустите супернатант с диметилсульфоксидом до 10 м л. Поместите раствор для измерения в 1 м л воды, затем поместите его в 1 м л воды. Измеряемый раствор помещают в кювету с апертурой 1 см и измеряют значение поглощения A492 при 492 нм, в качестве холостого контроля используют ДМСО. Содержание астаксантина в измеряемом растворе рассчитывали по следующей формуле:

C = (A492 × 1000) / (A% см × 100)

где C означает содержание астаксантина в единице объема (мг/м л); экстинкция

Коэффициент A % см = 2220; A492 - для смеси слоев толщиной 1 см при длине волны 492 нм.

Значение абсорбции.

Наконец, содержание астаксантина в единице объема (мг/м л) было преобразовано в содержание астаксантина в единице сухой массы (мг/г) и содержание астаксантина на отдельную клетку (мкг/клетку).

 

1 .4 Определение содержания малондиальдегида и общей антиоксидантной способности

Раствор водорослей (100 м л) в треугольной колбе центрифугировали при 3000 об/м ин в течение 10 м ин, супернатант отбрасывали, к полученному осадку клеток водорослей добавляли предварительно охлажденный 0,05 моль/л фосфатный буфер (pH 7,8), и клетки разбивали ультразвуковыми волнами в условиях ледяной бани при 1200 об/м ин в течение 10 м ин. К полученному осадку клеток водорослей добавляли предварительно охлажденный 0,05 моль/л фосфатный буфер (рН 7,8), клетки разрушали ультразвуковыми волнами в ледяной бане, а затем центрифугировали при 1200 об/м в течение 10 м в. Надосадочную жидкость извлекали из клеток Rhodococcus pyrenoidus, а затем помещали в холодильник при температуре 4 ℃ для хранения. Малондиальдегид определяли методом тиобарбитуровой кислоты[15], который основан на том, что малондиальдегид, продукт перекисного окисления мембранных липидов, реагирует с тиобарбитуровой кислотой с образованием продукта красного цвета с максимальным пиком поглощения при 532 нм (нмоль/мг). Общая антиоксидантная способность определялась с помощью набора (Nanjing Built Biological Engineering Research Institute), метод был указан в спецификации продукта, значение абсорбции (OD) реакционной системы измерялось при 37 ℃ для каждого миллиграмма белка в минуту, и значение OD для каждого миллиграмма белка в минуту измерялось как одна единица общей антиоксидантной способности на каждые 0,01 увеличения. Общая антиоксидантная способность (U/mg) принималась за одну единицу общей антиоксидантной способности (U/mg) при увеличении значения OD в минуту на мг белка при 37℃ на 0,01. Содержание растворимого белка определяли по методу Coomassie Brilliant Blue G-250[16], в качестве стандартного белка использовали бычий сывороточный альбумин.

(BAS, приобретено в BBI).

 

1 . 5 Обработка данных

Экспериментальные данные были выражены как среднее ± стандартное отклонение и проанализированы с помощью одностороннего дисперсионного анализа (ANOVA) с использованием инструмента статистического анализа программного обеспечения SPSS 20.0, а уровень статистической значимости был установлен на уровне P<0,05 для существенных различий. Уровень статистической значимости для существенных различий был установлен на уровне P<0,05.

 

2 Результаты

2 . 1 Влияние фотопериода на биомассу Rhodococcus rainbowensis

Влияние фотопериода на биомассу Rhodococcus pyrenoidus показано на рис. 1 и 2. С увеличением продолжительности светового дня плотность клеток водорослей и сухая масса на единицу объема имели тенденцию к увеличению, а затем к уменьшению, и обе они достигли максимальных значений в условиях фотопериода 16L:8D. При фотопериоде 16L:8D плотность клеток водорослей достигла 24,50 × 104 клеток/м л, а сухая масса на единицу объема достигла максимума при фотопериоде 16L:8D. При фотопериоде 16L:8D плотность водорослевых клеток достигла 24,50 × 104 клеток/м л, а сухая масса на единицу объема водорослевых клеток достигла 0,88 мг/м л. Плотность водорослевых клеток при фотопериоде 16L:8D была значительно выше, чем при других фотопериодах (P<0,05), а при фотопериоде 20L:8D была значительно выше (P<0,05). Плотность клеток водорослей при фотопериоде 16L:8D была значительно выше, чем при других фотопериодах (P<0,05), в то время как плотность клеток водорослей при 20L:4D и непрерывном свете (24L:0D) существенно не отличалась (P＞0,05). Сухая масса клеток водорослей на единицу объема при фотопериодах 16L:8D существенно не отличалась от таковой при фотопериодах 12L:12D и 20L:4D (P＞0,05), но была значительно выше, чем при других фотопериодах (P＞0,05). Сухая масса на единицу объема клеток водорослей существенно не отличалась от таковой при фотопериодах 12L:12D и 20L:4D (P＞0,05), но была существенно выше, чем при других фотопериодах (P<0,05). Сухая масса на единицу объема клеток водорослей в условиях 12L:12D, 20L:4D и непрерывного освещения существенно не отличалась (P>0,05), как и сухая масса на единицу объема клеток водорослей в условиях 4L:20D и непрерывной темноты (0L:24D) (P>0,05). Не было существенной разницы в сухой массе на единицу объема между 4L:20D и непрерывной темнотой (0L:24D).

 

2.2 Влияние фотопериода на содержание астаксантина в Rhodococcus rainbowensis

Влияние фотопериода на содержание астаксантина в Rhodococcus rainbowensis показано на рис. 3 и 4. Содержание астаксантина и одноклеточного астаксантина в Rhodococcus rainbowensis постепенно увеличивалось с увеличением продолжительности светового дня и достигло максимальных значений при непрерывном освещении (24L:0D), при этом содержание астаксантина и одноклеточного астаксантина на единицу сухой массы и одноклеточного астаксантина составило 3,47 мг/г и 1,4 мг/г, соответственно. 47 мг/г и 1,37 × 10 -5 мкг. 37 × 10 -5 мкг/клетку, соответственно. Содержание астаксантина на единицу сухой массы было значительно выше в условиях непрерывного освещения, чем в другие фотопериоды (P<0,05), в то время как не было значительной разницы в содержании астаксантина на единицу сухой массы между фотопериодами 16L:8D и 20L:4D (P>0,05). 05 ). Не было значительной разницы в содержании астаксантина на клетку между условиями непрерывного освещения и фотопериодом 20L:4D (P＞0,05), но оно было значительно выше, чем в других условиях (P＞0,05). Не было значительных различий (P>0,05) между содержанием астаксантина в одноклеточных при фотопериодах 12L:12D, 16L:8D и 20L:4D (P>0,05), и не было значительных различий (P>0,05) между содержанием астаксантина в одноклеточных при 4L:20D и постоянной темноте (0L:24D) (P>0,05). ＞0.05).

 

2 . 3 Влияние фотопериода на содержание малондиальдегида в Rhodococcus rainieri

Содержание малондиальдегида в клетках R. rainbowii имело тенденцию к увеличению, а затем к уменьшению с увеличением продолжительности светового дня и достигало максимума при 16L:8D, при этом содержание малондиальдегида составляло 0,19 нмоль/мг (рис. 5). Содержание малондиальдегида в фотопериод 16L:8D было значительно выше, чем в другие фотопериоды (P<0,05), и не было значительных различий в содержании малондиальдегида между 12L:12D, 20L:4D и 24L:0D (P>0,05), 4L:20D и 24L:0D (P>0,05). Не было значительных различий (P＞0,05) в содержании малондиальдегида между фотопериодическими условиями 4L:20D и 8L:16D (P＞0,05).

 

2 . 4 Влияние фотопериода на общую антиоксидантную способность Rhodococcus rainieri

Общая антиоксидантная способность (ОАС) Rhodococcus rainbowensis увеличивалась при ежедневном освещении и достигала максимума 2,04 Ед/мг при непрерывном освещении (24L:0D) (рис. 6). Общая антиоксидантная способность при непрерывном освещении была значительно выше, чем при других фотопериодах (P<0 . Общая антиоксидантная способность при непрерывном фотопериоде была значительно выше, чем при других фотопериодах (P<0,05), при этом общая антиоксидантная способность при фотопериодах 12L:12D и 16L:8D существенно не отличалась (P>0,05), а общая антиоксидантная способность при фотопериодах 4L:20D и 8L:16D также существенно не отличалась (P>0,05). Не было существенной разницы в общей антиоксидантной способности между фотопериодами 4L:20D и 8L:16D (P＞0,05).

 

3 Обсуждение

3 . 1 Влияние фотопериода на рост Rhodococcus pyrenoidus

Свет является важным фактором, определяющим рост и накопление астаксантина Rhodococcus aurantium, однако для водорослей существует подходящий диапазон требований к освещенности, в пределах которого рост водорослевых клеток благоприятен, а за пределами которого рост клеток подавляется [6]. В данном исследовании после 15 дней роста при фотопериоде 16L:8D плотность водорослевых клеток и сухая масса на единицу объема были самыми высокими по сравнению с другими фотопериодическими условиями, что указывает на то, что 16 ч света в день были наиболее подходящими для фотосинтеза Rhodococcus rainbowii и благоприятствовали производству сухого вещества водорослей, что, в свою очередь, способствовало росту водорослевых клеток и накоплению биомассы водорослей. В исследовании Weitao et al[11] фотопериод, подходящий для роста Rhodococcus rainbowensis при различных уровнях освещенности, составлял 16L:8D, что совпадает с результатами настоящего исследования. В отличие от этого, Чжан Баоюй и др.[12] показали, что увеличение числа клеток было пропорционально продолжительности освещения, и что R. rainbowii не нуждался в смене фотопериода и рос быстрее всего при непрерывном освещении в течение 4 д. Это может быть связано с тем, что рост клеток R. rainbowii в культурах был не таким быстрым, как у клеток R. rainbowii при том же периоде освещения. Это может быть связано с различными циклами культивирования клеток водорослей или с использованием различных штаммов водорослей, которые могут иметь различную светоустойчивость.

 

3.2 Влияние фотопериода на накопление астаксантина в Rhodococcus rainbowensis

В данном исследовании содержание астаксантина на единицу сухой массы и содержание астаксантина в отдельных клетках Rhodococcus rainbowensis было самым высоким в условиях непрерывного освещения, что указывает на то, что непрерывное освещение благоприятно для накопления астаксантина в Rhodococcus rainbowensis. Было установлено, что накопление астаксантина Rhodococcus rainbowensis происходит для защиты собственных клеток от окислительного повреждения в условиях экологического стресса, чтобы поддержать выживание клеток [17]. Таким образом, производство астаксантина может быть индуцировано стрессовым воздействием на R. rainbowii в процессе культивирования. Для роста растений обычно требуется определенное чередование света и темноты (фотопериод) в течение дня, но в данном исследовании 15 дней непрерывного светового воздействия уже вызвали световой стресс у R. rainbowii, который привел к чрезмерной продукции реактивных форм кислорода (ROS) в клетках водорослей, что создало угрозу выживанию клеток. Янтао и др.[18] показали, что синтез астаксантина в Rhodococcus rainbowensis - это процесс, который зависит от избыточного количества реактивных видов кислорода и потребляет внутриклеточный кислород во время синтеза астаксантина. В настоящем исследовании астаксантин, вырабатываемый в больших количествах в условиях непрерывного освещения, является одним из антиоксидантных защитных механизмов клеток водорослей, и астаксантин с высокой антиоксидантной активностью может поглощать избыток реактивных видов кислорода, образующихся в условиях светового стресса, тем самым защищая клетки от фотоокислительного повреждения, что также подтверждается результатами настоящего исследования, которые показали, что количество астаксантина, накопленного в R. rainieri, было пропорционально количеству света (освещенность × продолжительность). Результаты настоящего исследования также подтвердили это.

 

3 . 3 Влияние фотопериода на антиоксидантную способность Rhodococcus rainieri

Малондиальдегид является продуктом распада перекисного окисления мембранных липидов, и чем выше содержание малондиальдегида, тем больше степень окислительного повреждения клеточной мембраны[20] . В данном исследовании содержание малондиальдегида в клетках R. rainbowii постепенно увеличивалось с увеличением продолжительности светового дня ниже 16 ч, что говорит о том, что уровень фотоокисления клеток водорослей увеличивается с увеличением продолжительности светового дня. Однако содержание малондиальдегида в условиях 20L:4D и непрерывного освещения значительно снизилось по сравнению с таковым при световом цикле 16L:8D, что объясняется большим количеством астаксантина, вырабатываемого в клетках водорослей, и повышенной антиоксидантной способностью клеток, которая предотвращает перекисное окисление мембранных липидов и тем самым снижает производство малондиальдегида в условиях 20L:4D и непрерывного освещения.

 

В данном исследовании общая антиоксидантная способность клеток водорослей увеличивалась с увеличением продолжительности ежедневного светового воздействия и достигала максимального значения при непрерывном световом воздействии, что согласуется с увеличением содержания астаксантина в клетках водорослей с увеличением продолжительности ежедневного светового воздействия. Общая антиоксидантная способность (ОАС) представляет собой общий уровень антиоксидантных ферментов и неферментативных антиоксидантов в организме[21], а астаксантин является основным антиоксидантом в клетках Rhodococcus pyrenoidus, и сильная антиоксидантная активность астаксантина маскирует активность других антиоксидантных ферментов и антиоксидантов, таким образом представляя собой общую антиоксидантную способность клеток водорослей. Исследование Wang Chiaogang et al[22] также показало, что хотя антиоксидантные системы в Rhodococcus pyrenoidus имеют свое разделение труда, астаксантин играет более важную роль в антиоксидантном механизме поглощения реактивных видов кислорода in vivo.

 

В заключение следует отметить, что биомасса и содержание малондиальдегида у Rhodococcus rainbowensis увеличивались, а затем уменьшались с увеличением продолжительности светового дня, достигая максимума при фотопериоде 16L:8D. Содержание астаксантина и общая антиоксидантная способность постепенно увеличивались с продолжительностью светового дня и достигали максимума в условиях непрерывного освещения. Биомасса, содержание астаксантина, малондиальдегида и общая антиоксидантная способность Rhodococcus rainbowensis были самыми низкими в условиях непрерывной темноты. Результаты данного исследования создают теоретическую основу для крупномасштабного культивирования Rhodococcus rainbowensis, а также для крупномасштабного производства и применения астаксантина.

 

Ссылки:

[1] Zhang B Y , Geng Y H , Li Z K , et al. Производство астаксантина из H aematococcus в открытом пруду с помощью двух - стадийного роста одноступенчатого процесса [ J ] .   Aquaculture , 2009 , 295(3 /4) : 275-281 .

[2 ] Raposo M F , Morais A M , Morais R M .  Влияние распылительной сушки и хранения на содержание астаксантина в биомассе H aematococcus pluv ialis[J ] . World Journal of Microbiology and Biotechnology , 2012 , 28 ( 3 ) : 1253-1257 .

[3 ] Wei Dong, Yan Xiaojun. Супер-антиоксидантная активность природного астаксантина и его применение[J ]. Chinese Marine Drugs, 2001 , 20(4) : 45-50.

[4 ] Aoi W , Naito Y , Takanami Y , et al . Астаксантин улучшает метаболизм липидов в мышцах при физических нагрузках через ингибирующее действие окислительной модификации CPTI[J ] . Biochemi - cal and Biophysical Research Communications , 2008 , 366(4) :892-897 .

[5 ] Guerin M , Huntley M E , Olaizola M .  H aematococcus astaxanthin: применение для здоровья человека и питания[ J ] .  Trends in Biotechnology, 2003, 21 (5) : 210-216 .

[6 ] He ZP, Wang XY, Fan XX, et al. Влияние температуры и света на рост Alcaligenes tachyzoites[J ]. Aquatic Science, 2007 , 26(4) : 218-221 .

[7 ] Ren Changjiang. Влияние интенсивности света на рост Rhodococcus rainbowensis[J ]. Журнал Хэнаньского нормального университета: Естественнонаучное издание, 2008, 36(6) : 111 -113 .

[8 ] Chen Shuxiu, Liang Ying. Влияние интенсивности света на характеристики флуоресценции хлорофилла и содержание астаксантина в Rhodococcus pyrenoidus[J ] . Южная аквакультура, 2009 , 5(1) : 1-8 .

[9 ] Dong Qinglin, Zhao Xueming, Xing Xiangying. Влияние сильного света на синтез астаксантина Rhodococcus rainbowensis [J ] . Журнал химической инженерии в высшем образовании, 2007, 21 (4) : 685-688 .

[10] GU Hongling, GUAN Bin, KONG Qing, et al. Влияние светодиодного света на рост клеток и накопление астаксантина в Rhodococcus rainbowensis [J ] . Вестник морских озер и болот, 2014(2) :45-50 .

[11] Wei Tao, Gu Wenhui, Li Jian, et al. Фотопериодические эффекты в дождевых красных водорослях[J ] . Журнал ботаники, 2013 , 48 (2) : 168-173 .

[12 ] ZHANG Baoyu, LI Yuguang, LI Zhongkui, et al. Влияние температуры, интенсивности света и pH на фотосинтез и скорость роста Rhodococcus rainbowensis[J ]. Океан и озера, 2003, 34 (5) : 558-565.

[13 ] Dauta A , Devaux J , Piquemal F , et al . Скорость роста четырех пресноводных водорослей в зависимости от освещенности и температуры[J ] . Hydrobiologia , 1990 , 207(1) : 221 -226 .

[14 ] Imamoglu E , Dalay M C , Sukan F V .  Влияние различных стрессовых сред и высоких интенсивностей света на накопление астаксантина в зеленой водоросли H aemato - coccus pluv ialis [J ]. coccus pluv ialis [J ]. Новая биотехнология , 2009 , 26 (3 / 4) : 199-204 .

[15 ] Ohkawa H , Ohishi N , Yagi K . Анализ перекисей липидов в животных и тканях с помощью реакции с тиобарбитуровой кислотой[J ] . Ана-литическая биохимия, 1979, 95(2) :351-358 .

[16 ] Ван Сюэкуй. Принципы и методы экспериментов по физиологии и биохимии растений [M ] . Пекин: Издательство высшего образования, 2006 : 190-191 .

[17 ] Jiang Xia-Min, Liu Min-Hai, Shen Zhi-Yeh. Регулирование накопления астаксантина температурой, светом и соленостью в мутантном штамме красной водоросли Chlorella vulgaris[J ] .  Китайские водные науки, 2005 , 12(6) : 714-719 .

[18] Yantao L, Milton S, Feng C, et al.  Потребление кислорода при биосинтезе астаксантина: защитный механизм от окислительного стресса у H aematococcus plu - v ialis (Chlorophyceae) [J ]. Journal of Plant Physiolo - gy , 2008 , 165(17) : 1783-1797 .

[19] Kobayashi M , Kakizono T , Nishio N , et al. Влияние интенсивности света, качества света и цикла освещения на образование астаксантина в зеленой водоросли H aematococcus pluv ialis [J ] .  Journal of Fermentation and Bioengi - neering, 1992 ,74(1) : 61-63 .

[20] C.A. Zhang, M.S. Zhang, R.H. Wei. Экспериментальное руководство по физиологии растений [M ] . Пекин: Издательство сельскохозяйственных технологий Китая, 2004 : 138-141 .

[21 ] HUANG Feng-Hua, ZHENG Xin-Min, ZHANG Yuan-Zhen, et al. Влияние диагностического ультразвукового облучения на общую антиоксидантную способность, уровень малондиальдегида и липидной пероксидазы и апоптоз половых клеток в семенниках крыс [J ] . Журнал Уханьского университета: медицинский журнал, 2007 , 28(1) :85-88 .

[22 ] WANG Chao-gang, HAN Sun, CHEN Zhenqian, et al. Механизм поглощения реактивных видов кислорода антиоксидантной системой Rhodococcus pyrenoidus[J ] . Журнал водной биологии, 2012, 36 (4): 804-808.