Как ухудшение качества астаксантина из разных источников влияет на антиоксидантную активность радужной форели?

 В последние годы культура радужной форели (Oncorhynchus mykiss) в Китае развивается быстрыми темпами, и к 2019 году объем производства культуры достиг 39,37 млн тонн, которая является важной холодноводной экономической рыбой в Китае. Красность мышц радужной форели является важным критерием оценки ее качества на рынке, и при производстве астаксантин часто добавляется экзогенно для улучшения цвета мышц радужной форели. В настоящее время в производстве используется в основном синтетический астаксантин (Ast), на долю которого приходится 10-20 % от общей стоимости корма [1]. Безопасность Ast обсуждается в связи с наличием различных стереоизомеров и возможных остатков синтетических промежуточных продуктов. К природным источникам астаксантина относятся Haematococcus pluvialis [2], Phafia rhodozyma [3], Spirulina platen-sis [4] и Chlorella zofingiensis [5]. Астаксантин из природных источников более стабилен и безопасен в использовании, однако существуют такие проблемы, как сложный процесс экстракции и высокая цена.

 

Летние боковые ноготки (Adonis aestivalis L.), также известные как фуксия, относятся к семейству лютиковых (Ranunculaceae), роду боковых ноготков (Adon- is L.), их лепестки богаты каротиноидами, из которых содержание астаксантина в общем количестве каротиноидов составляет более 80%, около 1% от сухого веса лепестков, является высококачественным природным источником астаксантина [6]. Это высококачественный природный источник астаксантина [6]. Однако исследования летних ноготков в основном посвящены сердечным гликозидам[7], а использование их в качестве красителя практически не изучалось. Kamata et al.[8] кормили радужную форель рационами, содержащими 5,05% лепестков A. fumigatus (AF) и 0,01% экстрактов A. fumigatus (AE) (в пересчете на содержание астаксантина 100 мг/кг) в течение 3 месяцев, и в группе AF наблюдался высокий уровень смертности (30%). В результате в группе AF наблюдалась высокая смертность (30 %), а в группе AE увеличилось значение красноты мышц, но осаждение астаксантина в мышцах было очень низким, всего 1,17 мг/кг, что не соответствовало требованиям рынка (6 мг/кг).

 

Красные водоросли, относящиеся к отряду Chlorophyta, Volvocales, Haematococcus, являются организмами с наибольшим известным накоплением астаксантина естественного происхождения, которое может достигать 5% от сухого веса[9] . Астаксантин в R. rainieri обычно существует в форме эфиров, с чистой левулиновой структурой (3S,3 'S), которая является одной из самых мощных конфигураций с точки зрения антиоксидантной активности [10]. Однако толстая клеточная стенка Rhodococcus pyrenoidus препятствует поглощению и утилизации каротиноидов рыбой [11] и снижает эффективность использования водорослевой муки в качестве приманки. Поэтому при добавлении Rhodococcus aurantium в корм в качестве источника астаксантина необходимо использовать соответствующий метод разрушения стенок, если метод разрушения стенок не подходит, то неполное разрушение стенок повлияет на активность и уровень утилизации астаксантина. О применении порошка водорослей Rhodococcus rainbowii в аквакультуре сообщалось в отношении радужной форели [12], атлантического лосося (Salmo salar) [13], красного морского леща (Pagrus pagrus) [14], кряквы (Pseudosciaena cro- cea) [15], европейского сома (Silurus glanis) [16] и т. д., и исследования показали, что Rhodococcus rainbowii обладает хорошей активностью и утилизацией. Эти исследования показали, что красные водоросли обладают хорошими красящими и антиоксидантными свойствами, могут улучшать показатели роста и повышать иммунитет рыб. В настоящее время большинство исследований, посвященных R. rainbowii, основаны на порошке водорослей, но существует относительно небольшое количество исследований экстракта R. rainbowii (HE)[2,17], особенно в окраске лосося и форели.

 

Насколько эффективны AF, AE и HE в качестве натуральных источников астаксантина для улучшения цвета мяса и антиоксидантных свойств радужной форели? Как они соотносятся с Ast? Нет четких данных о влиянии AF, AE и HE на улучшение цвета мяса и антиоксидантных свойств. Поэтому в данном эксперименте Ast, AF, AE и HE были добавлены в корм радужной форели для изучения их влияния на производительность роста, осаждение пигментов и антиоксидантную способность радужной форели, чтобы обеспечить теоретическую основу для рационального применения природных источников астаксантина в водных кормах.

 

1 Материалы и методы

1.1 Материалы для испытаний

Ast, AF, AE и HE (экстракция н-бутаном) были предоставлены биотехнологической компанией из Гуанчжоу, содержание астаксантина составляло 10,30%, 1,54%, 2,90% и 2,26%, соответственно.

 

1.2 Тестовый корм

Было составлено пять видов азотно-энергетических рационов, а именно: базовый корм и тестовый корм с добавлением 1,0 г/кг Ast, 6,5 г/кг AF, 3,4 г/кг AE, 4,4 г/кг HE в базовый корм, которые были преобразованы в 100 мг/кг астаксантина. Гранулирование в одношнековом экструдере в твердый гранулированный тонущий корм диаметром 2,0 мм [температура гранулирования (85 ± 5) ℃], сушка в сушильном шкафу при 40 ℃ до содержания влаги менее 10%, герметизация и хранение для использования. Содержание астаксантина в этих пяти кормах составляло 11,00, 95,23, 101,32, 104,25 и 93,52 мг/кг, соответственно.

Таблица 1 Состав и содержание питательных веществ в экспериментальных рационах (воздушно-сухая основа) г/кг

 

Объекты проекта	контрольные субъекты Контрольная группа	Синтетический астаксантин группа Ast группа	Группа лепестков фуксии Группа AF	Экстракт форзиции Группа AE	Группа экстракта Erythrocystis japonicus Группа HE
Ингредиенты
Рыбная мука	250.0	250.0	250.0	250.0	250.0
Соевая мука	200.0	200.0	200.0	200.0	200.0
Концентрат соевого белка	110.0	110.0	110.0	110.0	110.0
Мука	260.0	259.0	253.5	256.6	255.6
Порошок из свиного мяса	50.0	50.0	50.0	50.0	50.0
Пивные сухие дрожжи	40.0	40.0	40.0	40.0	40.0
Рыбий жир	30.0	30.0	30.0	30.0	30.0
Соевая мука	30.0	30.0	30.0	30.0	30.0
Витаминный премикс1)	5.0	5.0	5.0	5.0	5.0
Минеральный премикс2)	5.0	5.0	5.0	5.0	5.0
2 4 Дигидрогенфосфат кальция Ca(H PO )2	15.0	15.0	15.0	15.0	15.0

 

Холин хлорид	5.0	5.0	5.0	5.0	5.0
Синтез астаксантина		1.0
Цветок Adonis aestivalis			6.5
Экстракт Adonis aestivalis				3.4
Экстракт Haematococcus pluvialis					4.4
Всего	1 000.0	1 000.0	1 000.0	1 000.0	1 000.0
Уровень питательных веществ3)
Влажность	39.3	39.0	38.0	41.5	41.7
Сырой протеин CP	451.3	446.2	445.7	442.9	441.1
Сырой жир EE	134.8	134.7	134.5	124.4	125.1
Сырая зола Зола	85.5	84.8	86.8	85.4	85.5

 

 

 

1.3 Тестирование рыбы и управление кормлением

Радужная форель была приобретена в аквакультурном хозяйстве Tiangui, район Dongpo, город Meishan, провинция Сычуань, Китай. Радужную форель временно выращивали в течение 2 недель до начала эксперимента, чтобы акклиматизировать к экспериментальной среде. Кормление было прекращено за 24 часа до официального теста, и 375 радужных форелей (средний вес (6,28±0,07 г)) здорового и однородного размера были случайным образом распределены по 15 самонадувающимся рециркуляционным стеклянным аквариумам (0,60 м×0,60 м×0,50 м) по 25 форелей в каждом аквариуме, и было 5 групп по 3 повтора в каждой. Перед началом эксперимента 20 радужных форелей хранились при температуре -20 ℃ для первоначального анализа рутинного состава всей рыбы. В период культивирования рыб кормили два раза в день (09:00 и 16:00), ежедневная норма кормления составляла 2%~3% от массы тела, которая регулировалась в зависимости от кормовой ситуации рыб и погодных условий, уровень кормления каждой группы был в основном одинаковым, и при каждом кормлении не скармливалась остаточная приманка. Температура воды составляла 13~18 ℃, содержание растворенного кислорода - 6~7 мг/л, рН - 7,24~7,78, содержание аммиачного азота - ≤0,2 мг/л, содержание нитритов - ≤0,1 мг/л. Рыб кормили в течение 1~2 ч утром, фекалии на дне аквариума удаляли сифонным способом, воду меняли дважды в неделю, количество сменяемой воды составляло одну треть от объема воды в аквариуме. Эксперимент с культурой проводился в лаборатории питания рыб Шанхайского океанического университета в течение 6 недель.

 

1.4 Взятие проб

Образцы собирали по методу Чжао и др.[18] В конце 2-й, 4-й и 6-й недель культивирования из каждого аквариума случайным образом отбирали по три рыбы после 24 часов голодания и анестезировали 100 мг/л MS-222. Кровь брали из хвостовой вены, центрифугировали при 8000 об/мин в течение 10 мин, а сыворотку хранили при -80 ℃ для определения каротиноидов в сыворотке. После забора крови, кожа обеих спинных частей была очищена, мышца между боковой линией и спинным плавником была удалена, и разница в цвете была измерена, затем хранится с кожей и хвостовым плавником при -20 ℃ для определения содержания астаксантина в тканях. 6 недель культуры тест был завершен, и рыба была голодать в течение 24 ч. Все резервуары радужной форели были взвешены, и вес и количество хвостов были записаны, и три хвоста были взяты из них, анестезии и хранить при -20 ℃ для определения всей рыбы обычных компонентов и содержание астаксантина. Мышцы, печень и сыворотка трех рыб были собраны для определения антиоксидантной способности, а 1,5 г каждой мышцы с обеих сторон спины трех рыб были собраны для определения капельной потери и потери при замораживании, соответственно.

 

1.5 Показатели измерения

1.5.1 Показатели роста

Выживаемость, скорость набора веса и коэффициент кормления были рассчитаны на основе первого и последнего взвешивания, количества хвостов и скорости кормления радужной форели.

 

1.5.2 Состав корма и цельной рыбы

После измельчения цельной рыбы исходная цельная рыба и корм анализировались следующими методами: содержание влаги определялось высушиванием при 105 ℃; содержание сырого протеина определялось автоматическим азотным оксиметром Кьельдаля (2300-Auto-Analyzer, Fosstecator, Швеция); содержание сырого жира определялось экстракцией хлороформом с метанолом; содержание сырой золы определялось прижиганием при 550 ℃ в муфельной печи (SXL-1008 muffle furnace, Shanghai Jinghong Experimental Equipment Co., Ltd.). Содержание сырого жира определялось путем экстракции метанолом с хлороформом, а содержание сырой золы - путем прижигания в муфельной печи (SXL-1008, Shanghai Jinghong Experimental Equipment Co., Ltd.) при температуре 550 ℃.

 

1.5.3 Значения разности цветов мышц

После забора крови и снятия шкуры была взята мышца между боковой линией и спинным плавником, поверхность была высушена абсорбирующей бумагой, затем зонд колориметра WSC-S (колориметр WSC-S, источник света o/d, с блеском, стабильность ΔY ≤ 0,6, фабрика физико-оптических приборов Shanghai Precision Science Instrument Co.

 

1.5.4 Содержание астаксантина

Содержание астаксантина в мышцах и целой рыбе определяли экстракцией хлороформом-этанолом (1:1) по методу Zhang et al. [19], а содержание астаксантина в коже и плавниках - экстракцией дихлорметаном-метанолом (1:3) по методу Song et al. [20]. Измеряли абсорбцию (OD) и рассчитывали содержание астаксантина по стандартной кривой астаксантина (стандарт астаксантина был приобретен у Shanghai Jizhi Biochemical Technology Co.

 

1.5.5 Общие каротиноиды в сыворотке крови

После смешивания 0,2 мл сыворотки с 0,4 мл 95% этанола добавляли 1 мл н-гексана и центрифугировали при 1000 об/мин в течение 5 мин. Значение OD надосадочной жидкости измеряли при 470 нм, а общее содержание каротиноидов рассчитывали по стандартной кривой астаксантина. Стандартная кривая транс-астаксантина была подготовлена согласно Tolasa et al.

Каротиноиды в сыворотке (мкг/мл) = значение OD × значение OD (%)

10 000/коэффициент экстинкции E.

 

1.5.6 Водоудерживающая способность мышц

Мышцы одной стороны спины радужной форели (1,5 г) были взвешены (W1) и подвешены на тонкой проволоке в холодильнике при температуре 4 ℃. Мышцы были извлечены из холодильника через 2, 4 и 6 ч, затем взвешены после осторожного вытирания воды с поверхности абсорбирующей бумагой, и вес был записан (W2). Другая сторона мышцы спины (1,5 г) была взвешена (W3), запечатана в пакет и помещена в холодильник при температуре -20 ℃ на 24 ч. Через 24 ч она была извлечена и разморожена при комнатной температуре в течение 10 мин, а затем взвешена после аккуратного удаления поверхностной воды абсорбирующей бумагой и записана масса (W4). Формулы для капельной потери и потери при замораживании были следующими.

Потеря капель (%) = 100 x [ ( W1 -W2 )/W1 ]; Потеря при замерзании (%) = 100 x [ ( W3 -W4 )/W3 ].

 

1.5.7 Антиоксидантная способность сыворотки, мышц и печени

Печень и мышцы спины размораживали при температуре 4 ℃, супернатант превращали в 20%-ный гомогенат тканей с 0,9%-ным физраствором, центрифугировали при 2 500 об/мин в течение 10 мин. Антиоксидантные показатели сыворотки крови, мышц и печени включали общий белок (ОБ), малондиальдегид (МДА), общую супероксиддисмутазу (Т-СОД) и ингибирование гидроксильных радикалов в сыворотке крови, мышцах и печени. Указанные показатели определяли согласно инструкции к набору (Nanjing Jianjian Institute of Biological Engineering), при этом общий белок определяли методом Coomassie blue, содержание МДА - методом тиобарбитуровой кислоты (ТАБ), а способность ингибировать гидроксильные радикалы - реакцией Фентона.

 

Определение единиц активности Т-СОД в сыворотке и тканях (U/mL): Количество СОД на миллилитр реакционного раствора и на миллиграмм тканевого белка, которое приводит к 50% ингибированию СОД в 1 мл реакционного раствора, определяется как 1 единица активности СОД (U).

 

1.6 Статистика и анализ данных

Экспериментальные данные были проанализированы с помощью одностороннего ANOVA с использованием SPSS 22.0, а для множественных сравнений использовался метод Тьюки.

 

2 Результаты

2.1 Влияние различных источников астаксантина на показатели роста радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Как показано в таблице 2, после 6 недель культивирования не было значительных различий в скорости набора веса, коэффициенте кормления и выживаемости между группами Con, Ast, AE и HE (P>0,05), в то время как в группе AF скорость набора веса и коэффициент кормления были значительно ниже, чем в других группах (P<0,05), и в группе AF скорость набора веса снизилась на 13,5%, а коэффициент кормления увеличился на 0,10 (P<0,05) по сравнению с контрольной группой. По сравнению с контрольной группой, скорость набора веса в группе AF снизилась на 13,5%, а коэффициент кормления увеличился на 0,10 (P<0,05).

 

2.2 Влияние различных источников астаксантина на обычный состав цельной радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Как показано в таблице 3, не было значительной разницы (P>0,05) в составе цельной радужной форели, включая влагу, сырой протеин, сырую золу и сырой жир, между группами.

 

2.3 Влияние различных источников астаксантина на цветовые различия мышц радужной форели

Как показано на рисунке 1, с увеличением времени культивирования яркость мышц снижалась, а краснота мышц увеличивалась во всех группах; яркость мышц в группах Ast, AF, AE и HE была значительно ниже, чем в контрольной группе во всех временных точках (P<0,05), а значения красноты и желтизны были значительно выше, чем в контрольной группе (P<0,05); на 6-й неделе не было значительной разницы (P>0,05) в значениях яркости и красноты мышц между группами с добавлением астаксантина; значения желтизны мышц в группах AE и HE были значительно выше, чем в группах Ast и AF (P<0,05); значения яркости и красноты мышц были значительно выше, чем в группах Ast и AF (P>0,05). На 6-й неделе не было значительной разницы в яркости и красноте мышц между группами с добавлением астаксантина (P>0,05), а значения желтизны мышц в группах AE и HE были значительно выше, чем в группах Ast и AF (P<0,05).

 

Таблица 2 Влияние различных источников астаксантина на показатели роста радужной форели

 

спортивное мероприятие	контрольные субъекты	Синтетическая группа астаксантина	Набор лепестков цветов фуксии	Группа экстракта форзиции	Группа экстракта Erythrocystis japonicus
Товары	Контрольная группа	Группа Ast	Группа AF	Группа AE	Группа ВУЗов
Начальный вес IBW/г	6.24±0.04	6.34±0.07	6.25±0.05	6.25±0.03	6.24±0.04
Конечный вес FBW/г	27.62±0.31b	27.16±0.94b	24.10±1.05a	26.19±0.92b	26.27±0.78b
Скорость набора веса WGR/%	339.45±1.29b	328.54±12.54b	293.74±16.98a	322.64±10.88b	325.16±6.57b
Коэффициент выживаемости/%	100	100	100	100	100
Кормовой коэффициент FCR	0.99±0.04a	1.01±0.02a	1.09±0.02b	1.03±0.04a	1.03±0.03a

 

 

Таблица 3 Влияние различных источников астаксантина на рутинный состав всего тела радужной форели г/кг

 

спортивное мероприятие	контрольные субъекты	Синтетическая группа астаксантина	Комплект лепестков цвета фуксии	Группа экстракта форзиции	Группа экстракта Erythrocystis japonicus
Товары	Контрольная группа	Группа Ast	Группа AF	Группа AE	Группа ВУЗов
Влажность	715.18±2.45	708.04±9.05	716.56±6.04	710.08±5.82	713.54±7.60
Сырой протеин CP	161.98±4.46	162.73±6.84	160.03±3.58	162.96±4.12	164.43±6.67
Сырой жир EE	75.85±3.05	81.27±9.10	82.28±5.28	76.54±3.13	79.30±4.94
Сырая зола Зола	24.23±0.97	24.81±1.13	24.76±0.51	24.75±0.85	23.95±0.63

 

 

2.4 Влияние различных источников астаксантина на содержание астаксантина и скорость его отложения в тканях радужной форели

Как показано в таблице 4, содержание астаксантина в различных тканях всех групп с добавлением астаксантина увеличивалось с увеличением времени культивирования. На 2, 4 и 6 неделях содержание астаксантина в мышцах, коже и хвостовом плавнике групп Ast, AF, AE и HE было значительно выше, чем в контрольной группе (P<0,05); на 6 неделе содержание астаксантина в мышцах было самым высоким в группе HE, а в коже и хвостовом плавнике группы AF - самым высоким; не было значительной разницы в содержании астаксантина в целой рыбе и скорости отложения астаксантина между группами Ast, AF, AE и HE (P>0,05); содержание астаксантина в целой рыбе было значительно выше, чем в контрольной группе (P>0,05); и содержание астаксантина в целой рыбе было значительно выше, чем в контрольной группе (P>0,05). По содержанию астаксантина в целой рыбе и скорости отложения астаксантина не было существенной разницы между группами Ast, AF, AE и HE (P>0,05), в то время как содержание астаксантина в целой рыбе было значительно выше, чем в контрольной группе (P<0,05), а скорость отложения астаксантина была значительно ниже, чем в контрольной группе (P<0,05).

 

Таблица 4 Влияние различных источников астаксантина на содержание и концентрацию астаксантина в тканях радужной форели

 

Объекты проекта	Время работы на ферме Разведение время	контрольные субъекты Контрольная группа	Синтетический астаксантин группа Ast группа	Группа лепестков фуксии Группа AF	Экстракт форзиции Группа AE	Группа экстракта Erythrocystis japonicus Группа HE
Содержание астаксантина в тканях Астаксантин		содержание в тканях/(мг/кг)	кг)
Первоначальный		0.79±0.07A	0.79±0.07A	0.79±0.07A	0.79±0.07A	0.79±0.07A
Мышцы Неделя 2 Неделя		2 0.81±0.06a,A	1.85±0.30b,B	1.39±0.32b,B	2.97±0.79c,B	3.36±0.17c,B
Плоть Неделя 4 Неделя		4 0.87±0.06a,A	4.57±0.33b,C	4.56±0.25b,C	4.55±0.52b,C	4.12±0.44b,B
Неделя 6 Неделя		6 1.35±0.50a,B	4.96±0.79b,C	4.81±0.54b,C	5.20±0.91b,C	5.26±0.91b,C
Первоначальный		2.49±0.18A	2.49±0.18A	2.49±0.18A	2.49±0.18A	2.49±0.18A
Кожа Неделя 2 Неделя		2 1.73±0.48a,A	3.19±0.26b,B	3.04±0.89b,A	2.70±0.84b,A	2.95±0.68b,AB
Кожа Неделя 4 Неделя		4 2.26±0.37a,A	3.90±0.15b,C	3.78±0.48b,AB	3.87±0.33b,AB	3.23±0.57b,AB
Неделя 6 Неделя		6 2.63±0.59a,A	4.02±0.25b,C	4.83±0.52c,B	4.13±0.17bc,B	3.74±0.36b,B
Первоначальный		2.63±0.46A	2.63±0.46A	2.63±0.46A	2.63±0.46A	2.63±0.46A
Хвостовые плавники Неделя 2 Неделя		2 1.77±0.07a,A	10.08±1.13c,B	12.08±1.15c,B	7.11±0.95b,B	9.85±1.94c,B
Каудальный плавник Неделя 4 Неделя		4 1.93±0.37a,A	11.74±0.41c,B	15.35±1.80d,C	10.24±0.96b,C	12.85±0.71c,BC
Неделя 6 Неделя		6 2.73±0.52a,A	15.25±0.90b,C	17.84±0.61c,C	15.78±0.41b,D	15.82±0.56b,C
Все тело		5.59±0.27a	7.73±0.39b	7.69±0.35b	7.40±0.16b	7.21±0.06b
Скорость осаждения астаксантина Сохранение астаксантина/%		63.16±3.49b	10.37±0.57a	8.89±0.36a	9.71±1.67a	9.28±0.08a

 

 

2.5 Влияние различных источников астаксантина на содержание каротиноидов в сыворотке крови радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Как показано в таблице 5, содержание каротиноидов в сыворотке крови всех групп увеличивалось с увеличением времени инкубации. Содержание каротиноидов в сыворотке крови групп Ast, AF (кроме 2-й недели), AE и HE было значительно выше, чем в контрольной группе на 2, 4 и 6-й неделях (P<0,05), и не было значительной разницы между ними на 4 и 6-й неделях (P>0,05).

 

2.6 Влияние различных источников астаксантина на антиоксидантную способность мышц, печени и сыворотки радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Как видно из таблицы 6, активность Т-СОД и содержание МДА в мышцах и сыворотке крови всех групп, получавших астаксантин, были достоверно ниже, чем в контрольной группе (P<0,05), а ингибирующая способность гидроксильных радикалов всех тканей в группах Ast, AF, AE и HE была достоверно выше, чем в контрольной группе (P<0,05); антиоксидантные показатели мышц в группе AF не отличались от таковых в группе AE (P>0,05), но ингибирующая способность гидроксильных радикалов печени была достоверно ниже, чем в группе AE (P<0,05). В группе AF антиоксидантные показатели мышц достоверно не отличались от показателей группы AE (P>0,05), но ингибирующая способность печени к гидроксильным радикалам была достоверно ниже, чем в группе AE (P<0,05), а активность T-SOD в сыворотке крови была достоверно выше, чем в группе AE (P<0,05); антиоксидантные показатели мышц, печени и сыворотки крови в группах AE и HE достоверно не отличались от показателей в группе Ast (P>0,05).

2.7 Влияние различных источников астаксантина на водоудерживающую способность мышц радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Как показано в табл. 7, капельная потеря каждой группы увеличивалась с течением времени, и капельная потеря (за исключением капельной потери группы Ast в 2 ч) и потеря при замерзании в группах Ast, AE и HE были значительно ниже, чем в контрольной группе (P<0,05); кроме того, капельная потеря группы AF в 4 и 6 ч также была значительно ниже, чем в контрольной группе (P<0,05), а потеря при замерзании существенно не отличалась от контрольной группы (P>0,05). gt;0.05).

 

 

Таблица 5 Влияние различных источников астаксантина на содержание каротиноидов в сыворотке крови радужной форели мкг/мл

 

Время работы на ферме	контрольные субъекты	Синтетическая группа астаксантина	Комплект лепестков цвета фуксии	Группа экстракта форзиции	Группа экстракта Erythrocystis japonicus
Время размножения	Контрольная группа	Группа Ast	Группа AF	Группа AE	Группа ВУЗов
Первоначальный	0.14±0.05A	0.14±0.05A	0.14±0.05A	0.14±0.05A	0.14±0.05A
Неделя 2	0.26±0.04a,AB	0.50±0.07bc,B	0.35±0.06ab,B	0.42±0.07bc,A	0.53±0.09c,B
Неделя 4	0.26±0.16a,A	1.09±0.18b,C	0.95±0.08b,C	0.90±0.08b,B	1.01±0.14b,C
Неделя 6	0.32±0.07a,A	1.24±0.07b,C	1.13±0.05b,D	1.18±0.17b,B	1.30±0.12b,D

 

 

Таблица 6 Влияние различных источников астаксантина на антиоксидантную способность мякоти, печени и сыворотки радужной форели

 

Ткани	Объекты проекта	контрольные субъекты Контрольная группа	Синтетический астаксантин группа Ast группа	Группа AF	Экстракт форзиции Группа AE	Экстракт Erythrocystis japonicus Группа HE
Мышечная плоть	Общая супероксиддисмутаза T-SOD/(U/mg prot)	8.66±0.41b	6.45±0.66a	6.69±0.74a	6.24±0.53a	6.14±0.51a
	малондиальдегид МДА/(нмоль/мг прот)	11.39±1.45b	7.04±0.91a	7.79±0.73a	6.44±0.65a	6.44±0.76a
	Способность ингибировать гидроксильные радикалы
	Ингибирующая способность -OH/(U/mg prot)	7.25±0.96a	12.84±1.06b	11.26±1.26b	12.23±0.78b	12.99±1.24b
Печень	Общая супероксиддисмутаза T-SOD/(U/mg prot)	5.32±0.16b	4.44±0.17a	4.87±0.19ab	4.57±0.59a	4.58±0.03a
	малондиальдегид МДА/(нмоль/мг прот) Способность ингибировать гидроксильные радикалы	2.68±0.42c	1.89±0.32ab	2.41±0.50bc	1.63±0.57a	1.85±0.49ab
	Ингибирующая способность -OH/(U/mg prot)	12.75±2.34a	19.02±0.98bc	16.84±1.81b	21.74±3.12c	19.70±2.63bc
	Общая супероксиддисмутаза T-SOD/(Ед/мл)	249.17±8.73c	211.52±5.86ab	216.79±2.43b	204.16±7.00a	208.72±8.27ab
Сыворотка	малондиальдегид МДА/(нмоль/мл) Способность ингибировать гидроксильные радикалы Ингибирующая способность -OH/(U/mL)	13.11±1.05c   89.48±9.88a	4.39±0.71a   193.35±10.78b	7.48±0.91b   190.56±4.19b	5.47±1.55ab   205.60±1.05b	5.77±0.97ab   200.64±9.90b

 

 

3 Обсуждение

3.1 Влияние различных источников астаксантина на показатели роста радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Существуют различные отчеты о влиянии Ast и HP на рост рыб. Christiansen et al. [21] и Wang Lei et al. [22] значительно улучшили показатели роста атлантического лосося (1,75 г) и радужной форели, добавив в их рацион 50, 70 и 100 мг/кг Ast, соответственно. Однако добавление в рацион 50, 70 и 100 мг/кг Ast, по данным Page et al. [23], Yanar et al. [24] и Amar et al. [25], не оказало существенного влияния на показатели роста радужной форели (Oncorhynchus mykiss), в то время как добавление в рацион 2,0 г/кг HE (в пересчете на 100 мг/кг астаксантина) по данным Pham et al. [2] также оказало существенное влияние на прирост массы, удельную скорость роста и выживаемость молоди камбалы. Существенного влияния на скорость набора веса, удельную скорость роста и выживаемость молоди клыкача не наблюдалось. В данном эксперименте добавки Ast и HE также не оказали существенного влияния на показатели роста радужной форели, хотя кормовые коэффициенты двух добавок были немного выше, чем в контрольной группе, но существенной разницы не было, что может быть вызвано экспериментальной ошибкой. Влияние астаксантина на показатели роста рыбы может быть связано с видом рыбы, полом, стадией роста, составом корма и условиями содержания.

 

Таблица 7 Влияние различных источников астаксантина на водоудерживающую способность мякоти радужной форели %

 

Объекты проекта	Потеря капельницы			Потери при оттаивании
	2 h	4 h	6 h
Контрольная группа	9.74±1.06b	18.69±1.78c	23.91±1.71c	6.19±0.47b
Синтетический астаксантин группа Ast группа	8.73±0.85ab	13.71±1.04b	17.62±2.02b	4.66±0.69a
Группа AF	8.23±0.63ab	14.18±0.39b	16.96±1.33b	5.57±0.84ab
Группа AE	7.50±1.11a	10.78±1.51a	14.52±1.50a	4.80±0.55a
Группа экстракта Erythrocystis japonicus Группа HE	7.55±1.27a	12.33±1.61ab	17.47±1.46b	4.86±0.41a

 

 

В данном эксперименте добавление АФ не повлияло на выживаемость радужной форели (100%), но снизило показатели роста рыбы, что в определенной степени отражает негативное влияние алкалоидов, сердечных гликозидов и других токсичных и вредных веществ, содержащихся в лепестках, на кормление и использование корма, и указывает на то, что АФ не следует добавлять в корм радужной форели напрямую. Для того чтобы уменьшить или устранить воздействие токсичных веществ в АФ, эффективным способом является экстракция астаксантина. Сердечные гликозиды являются водорастворимыми веществами, а экстракция астаксантина происходит с помощью органического растворителя, поэтому АФ практически не содержит сердечных гликозидов. Исследование показало, что добавление 0,01% АЭ (в пересчете на 100 мг/кг астаксантина) в корм не оказало значительного влияния на показатели роста радужной форели[8], а добавление 3,4 г/кг АЭ в корм в настоящем эксперименте не оказало никакого негативного влияния на показатели роста радужной форели. В будущем разработка и использование ресурсов фуксии должны идти по пути извлечения активных веществ.

 

3.2 Влияние различных источников астаксантина на цвет мяса и содержание астаксантина в радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Показатель красноты мышц радужной форели является важным критерием качества, который зависит от отложения астаксантина в организме.Rahman et al. [26] значительно увеличил показатель красноты мышц радужной форели (Oncorhynchus mykiss) массой 18,5 г при кормлении 100 мг/кг Ast в течение 10 недель с содержанием астаксантина в мышцах 6,1 мг/кг.Zhang et al. [19] значительно увеличил показатель красноты мышц радужной форели (Oncorhynchus mykiss) массой 101 г при кормлении 100 мг/кг Ast в течение 60 дней и достиг содержания астаксантина 8,03 мг/кг; De La Mora et al. Zhang et al. [19] кормили радужную форель массой 101 г кормом 100 мг/кг Ast в течение 60 дней, что привело к значительному увеличению красноты мышц и содержанию астаксантина 8,03 мг/кг, а De La Mora et al. [27] кормили 80 мг/кг Ast в течение 6 недель радужную форель массой 161 г, в результате чего содержание астаксантина в мышцах составило 8,8 мг/кг. После 6 недель культивирования величина покраснения мышц и содержание астаксантина в группах HE и AE значительно увеличились и достигли того же уровня, что и при использовании Ast, однако содержание астаксантина в мышцах было низким - от 4,96 до 5,26 мг/кг, что может быть связано с коротким периодом культивирования (6 недель) и небольшим размером подопытных рыб (начальный вес 6,28 г). В аквакультуре мышцы радужной форели обычно окрашивают в течение некоторого времени перед продажей, а небольшой размер радужной форели, использованный в данном эксперименте, был обусловлен главным образом тем, что рыбу небольшого размера легко выращивать в лабораторных условиях, а источник астаксантина может быть проверен в более широком диапазоне областей, что закладывает основу для теста на окрашивание взрослых особей радужной форели.

 

Кроме того, добавление Ast, AF и AE в рацион значительно увеличило красноту и желтизну мышц радужной форели в настоящем исследовании. Среди них не было значительной разницы в величине красноты мышц и содержании астаксантина между группами Ast и AE в конце 6 недель культивирования, что согласуется с результатами Kamata et al[28] для радужной форели. Однако Камата и др.[8] обнаружили, что добавление в рацион 5,05% АФ (100 мг/кг астаксантина) не оказало значительного влияния на цвет мяса радужной форели, что может быть связано с незначительным ухудшением качества рациона через 5-6 дней, которое в большей степени повлияло на потребление радужной форели и привело к более слабому отложению пигмента.

 

Большая часть астаксантина в AF и HP находится в форме эфиров [29], в то время как в искусственном Ast он находится в свободном состоянии [9]. Некоторые исследования показали, что этерифицированный астаксантин лучше усваивается животными, что может быть связано с низкой полярностью эфиров астаксантина и их хорошей растворимостью в пищеварительном тракте[30-31]; в то время как Henmi et al.[32] предположили, что свободный астаксантин обладает лучшим красящим эффектом, чем этерифицированный астаксантин при одинаковых дозах астаксантина, что может быть связано с тем, что свободный астаксантин прочно связывается с актином, тогда как моноэтерифицированный астаксантин слабо связан с актином, а диэфир не связывается вообще. Это может быть связано с тем, что свободный астаксантин плотно связывается с актином, моноэтерифицированный астаксантин связывается с актином слабо, а диэфир не связывается вообще [32], что приводит к плохому осаждению этерифицированного астаксантина. Однако в настоящем исследовании отложение астаксантина в группах AF, AE и HE существенно не отличалось от такового в группе Ast, что согласуется с результатами исследований Bowen et al.[33], которые кормили радужную форель моно-, ди- и Ast-содержащими кормами. Шидт[34] и Чжоу[35] пришли к выводу, что эфиры астаксантина должны быть гидролизованы после попадания в организм животного, чтобы усвоиться и утилизироваться. В исследовании Су Фанга[36] было обнаружено, что астаксантин из красных водорослей был деэтерифицирован во время его доставки радужной форели. Эти исследования показали, что этерификация астаксантина не влияет на его поглощение и утилизацию радужной форелью.

 

3.3 Влияние различных источников астаксантина на антиоксидантную способность радужной форели (Oncorhynchus mykiss)

Rahman et al.[26] и Zhang et al.[19] значительно снизили активность СОД в сыворотке крови радужной форели, получавшей рацион с добавлением 50 и 100 мг/кг астаксантина, соответственно, а уровень МДА в мышцах был значительно снижен у радужной форели, получавшей рацион с добавлением дрожжей красной фифы[37] и Ast[18-19]. Кроме того, добавление Ast в рацион конского толстолобика (Hyphessobrycon eques Stein- dachner), голубого карпа (Hyphessobrycon callistus) и пятнистой креветки (Penaeus monodon) также значительно повысило антиоксидантную способность организмов[38-40] . Между тем, добавление астаксантина в рацион радужной форели (Oncorhynchus mykiss) повышало способность сыворотки, мышц и печени ингибировать гидроксильные радикалы[18,26] . В настоящем эксперименте способность к ингибированию гидроксильных радикалов в мышцах, печени и сыворотке радужной форели была значительно увеличена, а активность T-SOD и содержание MDA были значительно снижены до того же уровня, что и у Ast, при добавлении в корм AE и HE, соответственно. Антиоксидантное свойство астаксантина связано с наличием ненасыщенных кетоновых и гидроксильных групп на фиолетовом кетоновом кольце на обоих концах астаксантина, которые обладают активными электронными эффектами и могут притягивать свободные радикалы или предоставлять электроны свободным радикалам для их поглощения и повышения антиоксидантного эффекта[41] .

 

Гидравлическая сила относится к способности сохранять исходную воду, когда мышца подвергается воздействию внешних сил, таких как давление, замораживание и т.д., что является важным показателем, отражающим качество мышцы; когда мышца подвергается воздействию воздуха, она подвергается определенной степени окисления, что приводит к испарению воды с поверхности мышцы, вызывая увеличение капельной потери; когда в мышце присутствуют антиоксидантные вещества, такие как астаксантин, витамин Е и другие антиоксидантные вещества, это может уменьшить степень окисления клеточной мембраны и улучшить гидравлическую силу мышцы [19, 42]. Когда антиоксиданты, такие как астаксантин и витамин Е, присутствуют в мышцах, это может уменьшить степень окисления клеточной мембраны и улучшить работу мышечной системы. В этом эксперименте капельная потеря и потеря при замораживании в группах Ast, AE и HE были значительно снижены по сравнению с контрольной группой (за исключением 2-часовой капельной потери в группе Ast). Как видно, добавление Ast, AE и HE в корм может продлить срок хранения мышц радужной форели. Также было обнаружено, что капельная потеря мышц через 6 часов в группе AE была ниже, чем в группах Ast и HE, что предполагает, что способность AE улучшать срок хранения мышц может быть сильнее, чем у Ast и HE, и связано ли это с другими антиоксидантами в AE, нуждается в дальнейшем изучении.

 

4 ВЫВОДЫ

Добавление AE и HE в корм может эффективно улучшить цвет мышц радужной форели и повысить антиоксидантную способность организма, а также достичь того же эффекта, что и добавление Ast, но AF не подходит для непосредственного использования в качестве красителя для радужной форели.

 

Ссылки.

[ 1 ] BAKER R T M , PFEIFFER A M , SCHÖNER F J , et al. Пигментирующая эффективность астаксантина и кантаксана-тонкого у пресноводного выращенного атлантического лосося, Salmo salar [J] . Animal Feed Science and Technology, 2002, 99 (1/2/3/4) :97-106.

[ 2 ] PHAM M A, BYUN H G, KIM K D, et al. Влияние источника и уровня каротиноидов в рационе на рост, пигментацию кожи, антиоксидантную активность и химическое сост... положение ювенильной оливковой камбалы Paralichthys oliva- ceus[J] .Aquaculture, 2014, 431 :65-72.

[ 3 ] STOREBAKKEN T, SØRENSEN M, BJERKENG B, et al. Использование астаксантина из красных дрожжей, Xantho- phyllomyces dendrorhous, в радужной форели, в Oncorhyn- chus mykiss :влияние ферментативного разрушения клеточной стенки и температуры экструдирования корма [ J ] . Аквакультура, 2004, 236(1/2/3/4) :391-403.

[ 4 ] TEIMOURI M,AMIRKOLAIE A K,YEGANEH S.The effects of Spirulina platensis meal as a feed sup- plement on growth performance and pigmentation of rainbow форели ( Oncorhynchus mykiss) [J] . Aquacul- ture, 2013, 396 :14-19.

[ 5 ] YUAN J P, CHEN F, LIU X, et al. Carotenoid composition in the green microalga Chlorococcum [J] .Food Chemistry, 2002, 76(3) :319-325.

[ 6 ] RENSTRØM B, BERGER H , LIAAEN-JENSEN S. Эстерифицированный, оптически чистый (3S,3 'S)-астаксантин из цветков Adonis annua[J] . Биохимическая систематика и экология, 1981, 9(4) :249-250.

[ 7 ] HOSSEINI M ,TAHERKHANI M ,GHORBANI NOHOOJI M.Introduction of Adonis aestivalis as a new source of effective cytotoxic cardiac glycoside [ J] . Natural Product Research, 2019, 33(6) :915-920.

[ 8 ] KAMATA T,NEAMTU G,TANAKA Y,et al.Использование Adonis aestivalis в качестве источника пищевых пигментов для радужной форели Salmo gairdneri[J] .Nippon Suisan Gakkaishi, 1990, 56(5) :783-788.

[ 9 ] LORENZ R T ,CYSEWSKI G R. Коммерческий потенциал микроводорослей Haematococcus как природного источника астаксантина[J] .Trends in Biotechnology ,2000 ,18 (4) :160-167.

[10] AL-BULISHI M S M ,XUE C H ,TANG Q J.Health aspects of astaxanthin :a review [J] .Canadian Journal of Clinical Nutrition ,2015 ,3(2) :71-78.

[11] HAGEN C,SIEGMUND S,BRAUNE W. Ультраструктурные и химические изменения в клеточной стенке Haema- tococcus pluvialis ( Volvocales , Chlorophyta) во время формирования апланоспор[ J] . European Journal of Phy- cology, 2002, 37(2) :217-226.

[12] SHEIKHZADEH N,TAYEFI-NASRABADI H,OUSHANI A K,et al. Влияние добавки Haematococcus pluvialis на антиоксидантную систему и метаболизм в радужной форели (Oncorhynchus mykiss) [ J] . Физиология и биохимия рыб, 2012, 38(2) :413-419.

[13] TOLASA S,CAKLI S,OSTERMEYER U.Определение астаксантина и кантаксантина в лососевых рыбах[J] . Европейские пищевые исследования и технологии, 2005, 221 (6) :787-791.

[14] TEJERA N, CEJAS J R, RODRIGUEZ C, et al. Пигментация, каротиноиды, перекиси липидов и липидная ком- позиция кожи красной порги (Pagrus pagrus), питающейся ди - Аквакультура, 2007, 270(1/2/3/4) :218-230.

[15] LI M, WU W J, ZHOU P P, et al. Сравнительное влияние диетического астаксантина и Haematococcus pluvialis на производительность роста, антиоксидантный статус и Сравнительное влияние рациона с астаксантином и Haematococcus pluvialis на производительность роста, антиоксидантный статус и иммунный ответ большого желтого кроака Pseudosciaena cro- cea[J] .Aquaculture, 2014, 434 :227-232.

[16] ZA KOVÁ I,SERGEJEVOVÁ M,URBAN J,et al.Обогащенная каротиноидами биомасса микроводорослей как кормовая добавка для пресноводных декоративных рыб: альбиническая форма вельского сома (Silurus glanis) [J] . Aquaculture Nutri- tion, 2011, 17(3) :278-286.

[17] JU Z Y, DENG D F, DOMINY W G, et al. Пигментация тихоокеанских белых креветок, Litopenaeus vannamei, под действием диетического астаксантина, экстрагированного из Haematococcus pluvialis[J] .Journal of the World Aquaculture Socie- ty, 2011, 42(5) :633-644.

[18] ZHAO X X, HU J, ZHANG X Q, et al.Effects of E/Z isomers and coating materials of astaxanthin products on the pigmentation and antioxidation of rainbow форели, Oncorhynchus mykiss [J] .Journal of the World Aquaculture Society, 2016, 47(3) :341-351.

[19] ZHANG J J, LI X Q, LENG X J, et al. Влияние диетических астаксантинов на пигментацию мякоти и антиоксидацию тканей радужной форели (Oncorhynchus mykiss) [J] . Aquaculture International, 2013 , 21 ( 3) : 579 - 589.

[20] SONG X L, WANG L, LI X Q, et al. Диетический астаксан тонкий улучшил пигментацию тела и антиоксидантную функцию, но не рост дискусов (Symphys - odon spp.) [J] .Aquaculture Research, 2017, 48(4) : 1359-1367.

[21] CHRISTIANSEN R, TORRISSEN O J. Growth and survival of Atlantic salmon , Salmo salar L. fed different- ent dietary levels of astaxanthin. juveniles[ J] . Aqua- culture Nutrition, 1996, 2(1) :55-62.

[22] WANG L CHEN Z Z LENG X J et al. Effect of Haematococcus pluvialis on growth, body color andan- tioxidation capacity of discus fish Symphysodon haral- di [J] .Freshwater Fisheries, 2016, 46(6) :92-97. (на китайском языке)

[23] PAGE G I,DAVIES S J. Распределение астаксантина и кантаксантина в тканях радужной форели (Oncorhyn- chus mykiss) и атлантического лосося (Salmo salar) [ J] . Сравнительная биохимия и физиология Часть A : Молекулярная и интегративная физиология , 2006 , 143 ( 1) : 125-132.

[24] YANAR Y , BÜYÜKÇAPAR H , YANAR M , et al. Влияние каротиноидов из красного перца и цветков ноготков на пигментацию, сенсорные свойства и состав жирных кислот Влияние каротиноидов из красного перца и цветков календулы на пигментацию, сенсорные свойства и состав жирных кислот радужной форели[J] .Food Chemis- try, 2007, 100(1) :326-330.

[25] AMAR E C, KIRON V, SATOH S, et al. Влияние различных диетических синтетических каротиноидов на механизмы биозащиты у радужной форели, Oncorhynchus mykiss (Walbaum) [ J ] . Aquaculture Research, 2001, 32 (Suppl.1) :162-173.

[26] RAHMAN M M , KHOSRAVI S , CHANG K H , et al. Effects of dietary inclusion of astaxanthin on growth, muscle pigmentation and antioxidant capacity of ju-. Влияние включения в рацион астаксантина на рост, мышечную пигментацию и антиоксидантную способность ювенильной радужной форели (Oncorhynchus mykiss) [J] .Pre- ventive Nutrition and Food Science, 2016, 21 ( 3) : 281-288.

[27] DE LA MORA G I, ARREDONDO-FIGUEROA J L, PONCE-PALAFOX J T, et al. Сравнение живицы красного чили (Capsicum annuum) и астаксантина на пигментацию филе радужной Сравнение живицы красного чили ( Capcorhyncus mykiss ) и астаксантина на пигментацию филе радужной форели ( Oncorhyncus mykiss )[J] .Aquaculture , 2006 , 258(1/2/3/4) :487-495.

[28] KAMATA T,TANAKA Y,YAMADA S,et al.Исследование каротиноидного состава и жирных кислот астаксана - тонкого диэфира у радужной форели Salmo gairdneri, которую кормили экстрактом адониса. экстракта адониса[J] .Nippon Suisan Gakkaishi, 1990, 56 (5) :789-794.

[29] MAOKA T,ETOH T,KISHIMOTO S,et al. Каротиноиды и их эфиры жирных кислот в лепестках Adonis aestivalis [J] . ) : 47-52.

[30] SOMMER T R,POTTS W T,MORRISSY N M.Utilisation of microalgal astaxanthin by rainbow trout ( Oncorhynchus mykiss ) [ J] . Aquaculture , 1991 , 94 (1) :79-88.

[31] HORN D,RIEGER J. Organic nanoparticles in aqueous phase-theory, experiment, and use[ J] . Ange- wandte Chemie (International Edition), 2001, 40 (23) :4330-4361.

[32] HENMI H,IWATA T,HATA M.Studies on the carotenoids in the muscle of salmons Ⅰ.Intracellular distri- bution of carotenoids in the muscle studies on the ca- rotenoids in the muscle of salmons[J] . Внутриклеточное распределение каротиноидов в мышцах, исследования ка- ротеноидов в мышцах лососей[J] .Tohoku Journal of Agricultural Research, 1987, 37(3/4) :101-111.

[33] BOWEN J,SOUTAR C,SERWATA R D,et al.Использование (3S,3S)-ациловых эфиров астаксантина в пигмен- тации радужной форели (Oncorhynchus mykiss) [J] . Aquaculture Nutrition, 2002, 8(1) :59-68.

[34] SCHIEDT K. Поглощение и метаболизм каротиноидов у птиц, рыб и ракообразных[ M]//BRITTONG LIAAEN-JENSEN S PFANDER H Carotenoids volume 3 : biosynthesis and metabolism. Biosynthesis and metabolism.Basel,Switzer- land :Birkhäuser,1998 :285-358.

[35] ZHOU Q X ,YANG L ,XU J ,et al. Studies on the di- gestion and absorption characteristics of esterified astaxanthins from Haematococcus pluvialis [ J] . Jour- nal of Chinese Institute of Food Science and Technolo- gy ,2019 ,19(4) :125-132.

[36] SU F. Исследование структурного распределения кароти- ноидов в водорослях, креветках, крабах и рыбах и изоме- ризация астаксантина[D] .Ph. Thesis.Qingdao:In- stitute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, 2018 :93-99.

[37] NAKANO T,KANMURI T,SATO M,et al.Effect of astaxanthin rich red yeast (Pha fia rhodozyma) on ox- idative stress in rainbow trout[J] .Biochimica et Biochimica et Bio- physica Acta:General Subjects ,1999 ,1426( 1) :119- 125.

[38] PAN C H, CHIEN Y H, WANG Y J, et al. Антиоксидантная защита от аммиачного стресса у харациновых (Hyphessobry- con eques Steindachner), которых кормили рационами с добавлением каротиноидов [J. каротиноидами[J] . Aquaculture Nutrition, 2011, 17(3) : 258-266.

[39] WANG Y J, CHIEN Y W, PAN C H, et al. Влияние диетической добавки каротиноидов на выживание, рост, пигментацию и антиоксидантную способность Харацины, Hyphessobrycon callistus [J] . Аквакультура, 2006, 261(2) :641-648.

[40] PAN C H , CHIEN Y H , HUNTER B. Устойчивость к аммиачному стрессу Penaeus monodon Fabricius juven- ile, питающихся диетами с добавлением астаксантина[J] . Журнал экспериментальной морской биологии и экологии, 2003, 297(1) :107-118.

[41] NAGUIB Y M A. Антиоксидантная активность астаксантина и родственных каротиноидов [J] .Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2000, 48(4) :1150- 1154.

[42] LI X Q, HU B, LENG X J, et al. Влияние добавок VE на качество мяса и антиоксидантную способность взрослого карпа[J] .Acta Hydrobiologica Sinica, 2009 , 33(6) :1132-1139.